Delineation  of  Coastal  Shark  Habitat  within  North  Carolina  Waters  Using  Acoustic  Telemetry,  Fishery-­‐Independent  Surveys,  and  Local  Ecological  Knowledge  by  Charles  Bangley  July  2016  Director  of  Dissertation:    Roger  A.  Rulifson  Major  Department:    Coastal  Resources  Management   Abstract  Knowledge  of  shark  habitat  preferences  and  use  patterns  is  important  to  effectively  manage  shark  fisheries  and  account  for  interactions  between  sharks  and  species  targeted  by  other  fishery  management  or  conservation  efforts.    To  gain  baseline  knowledge  of  the  availability  and  spatial  extent  of  shark  habitat  in  North  Carolina  waters,  habitat  was  assessed  at  three  spatial  scales:  coastal  nearshore,  whole  estuarine,  and  estuarine  microhabitat.    The  local  ecological  knowledge  of  North  Carolina  fishermen  was  also  incorporated  and  compared  with  data  collected  using  fishery-­‐independent  means.      Catch  data  and  acoustic  telemetry  were  used  to  assess  shark  habitat  at  the  coastal  nearshore  scale.    Sharks  captured  near  Cape  Hatteras  could  be  grouped  into  warm  water  and  cold  water  assemblages.    Juvenile  Dusky  (Carcharhinus  obscurus)  and  Sandbar  (Carcharhinus  plumbeus)  Sharks  were  tracked  using  acoustic  telemetry,  and  12  of  15  tagged  Sandbar  Sharks  were  detected  over  an  area  from  New  York  City  to  Savannah,  Georgia.    The  spatial  extent  of  potential  juvenile  Sandbar  Shark  habitat  was  influenced  by  a  combination  of  sea    surface  temperature  and  chlorophyll-­‐a  concentrations,  with  habitat  restricted  to  an  area  in  the  northern  portion  of  Raleigh  Bay  near  the  Hatteras  Bight  during  winter.    At  the  estuarine  scale,  boosted  regression  tree  modeling  of  shark  catch  and  environmental  data  from  North  Carolina  Division  of  Marine  Fisheries  (NCDMF)  gillnet  and  longline  surveys  were  used  to  spatially  delineate  potential  habitat  for  six  species  within  Pamlico  Sound.    Inlet  distance  and  temperature  were  among  the  most  influential  environmental  factors  associated  with  species  presence,  while  salinity  was  the  most  influential  factor  on  abundance.    Potential  habitat  for  most  species  was  located  on  the  east  side  of  the  sound  near  the  inlets  with  the  exception  of  the  Bull  Shark  (Carcharhinus  leucas),  which  showed  hot  spots  of  potential  habitat  near  sources  of  freshwater  input.    At  the  estuarine  microhabitat  scale,  catch  and  environmental  data  from  a  fishery-­‐independent  survey  conducted  in  Back  and  Core  Sounds  and  a  small-­‐scale  acoustic  array  deployed  around  Middle  Marsh  in  Back  Sound  were  used  to  identify  associations  between  species  and  with  specific  habitat  types.    Spatial  overlap  between  species  was  generally  low  and  species  assemblages  separated  based  on  water  temperature.    Smooth  Dogfish  (Mustelus  canis),  and  Spiny  Dogfish  (Squalus  acanthias)  occurred  primarily  during  mid-­‐afternoon  and  Blacknose  Sharks  (Carcharhinus  acronotus)  occurring  most  often  at  night.    A  large  Bull  Shark  tagged  in  another  study  accounting  for  the  majority  of  tag  detections  and  occurred  within  the  array  primarily  during  nighttime  hours,  most  often  on  receivers  deployed  at  two  oyster  reef  sites  and  one  sand  flat  site.    Local  ecological  knowledge  (LEK)  of  shark  distributions  and  habitat  preferences  was  gathered  using  structured  interviews  with  North  Carolina  fishermen  and  their  observations  were  compared    with  data  from  fishery-­‐independent  surveys  and  primary  literature  to  assess  their  accuracy.    All  hypotheses  generated  from  LEK  were  classified  as  either  supported  or  plausible.    Overall,  water  temperature  was  identified  as  an  important  influence  on  shark  species  presence  and  assemblage  composition,  with  factors  such  as  salinity  and  potential  interspecific  interactions  more  important  at  finer  habitat  scales.    The  locations  and  spatial  extents  of  shark  habitats  in  North  Carolina  are  influenced  by  dynamic  environmental  factors  and  may  be  affected  by  large-­‐scale  perturbations  such  as  climate  change.        Delineation  of  Coastal  Shark  Habitat  within  North  Carolina  Waters  Using  Acoustic  Telemetry,  Fishery-­‐Independent  Surveys,  and  Local  Ecological  Knowledge    A  Dissertation  Presented  to  the  Faculty  of  the  Coastal  Resources  Management  Program  East  Carolina  University    In  Partial  Fulfillment  of  the  Requirements  for  the  Degree  PhD,  Coastal  Resources  Management      by  Charles  Bangley  July,  2016                    ©  Charles  Bangley,  2016      DELINEATION  OF  COASTAL  SHARK  HABITAT  WITHIN  NORTH  CAROLINA  WATERS  USING  ACOUSTIC  TELEMETRY,  FISHERY-­‐INDEPENDENT  SURVEYS,  AND  LOCAL  ECOLOGICAL  KNOWLEDGE  by  Charles  W.  Bangley  APPROVED  BY:                  DIRECTOR  OF  DISSERTATION:  _____________________________________________________  Roger  A.  Rulifson,  PhD    COMMITTEE  MEMBER:  ______________________________________________  Thomas  Allen,  PhD     COMMITTEE  MEMBER:  ______________________________________________  F.  Joel  Fodrie,  PhD    COMMITTEE  MEMBER:  ______________________________________________  Michael  McCoy,  PhD    COMMITTEE  MEMBER:  ______________________________________________  Hans  Vogelsong,  PhD                    DIRECTOR  OF  THE  COASTAL  RESOURCES  MANAGEMENT  PROGRAM:     ________________________________________  Siddhartha  Mitra,  PhD                        DEAN  OF  THE  GRADUATE  SCHOOL:  _______________________________________________  Paul  J.  Gemperline,  PhD    Acknowledgements     This  dissertation  was  quite  the  undertaking  and  I  have  a  lot  of  people  to  thank  for  helping  it  happen.    First  and  foremost,  my  academic  advisor  Dr.  Roger  Rulifson,  who  back  in  2009  took  a  chance  on  an  unemployed  person  with  an  obsession  with  fish.    My  dissertation  committee,  Dr.  Tom  Allen,  Dr.  Joel  Fodrie,  Dr.  Mike  McCoy,  and  Dr.  Hans  Vogelsong  all  provided  great  guidance  and  feedback  in  the  process  of  putting  a  large  pile  of  data  on  sharks  in  North  Carolina  into  a  cohesive  volume.    Other  ECU  faculty,  including  Dr.  Joe  Luczkovich,  Dr.  David  Kimmel,  and  Dr.  Karen  Mulcahy  helped  greatly  with  general  advice  and  help  on  specific  parts  of  the  project.    Parts  of  this  dissertation  could  not  have  been  completed  without  the  help  of  local  fishermen,  especially  Chris  Hickman,  who  literally  found  sharks  for  us  to  tag.    Lee  Paramore  at  North  Carolina  Division  of  Marine  Fisheries  was  key  in  providing  access  to  state-­‐level  fishery-­‐independent  survey  data  that  were  the  basis  of  an  entire  chapter.    Fellow  graduate  students  were  integral  to  helping  with  the  field  and  laboratory,  with  Cecilia  Krahforst  going  above  and  beyond  by  letting  me  share  boat  time  when  other  support  for  survey  and  tagging  efforts  was  not  available.    Andrea  Dell’Apa,  Evan  Knight,  Dan  Zapf,  Meganne  Rose,  Elizabeth  McDonald,  Kate  Brogan,  Ryan  MacKenzie,  Jeff  Dobbs,  Maddie  Heater,  Kailyn  Corriher,  DJ  Evans,  and  Carson  Miller  also  deserve  particular  thanks  for  being  willing  to  help  out  in  the  field  on  an  almost  regular  basis.    Finally,  I  definitely  need  to  acknowledge  my  family,  who  have  always  been  completely  supportive,  and  Sara  Addis,  who  tolerated  my  long  days  in  the  field  and  constant  talk  about  sharks.         Table  of  Contents    List  of  Tables……………………………………………………………………………………………...  ………..vi      List  of  Figures…………………………………………………………………………………………….  ………….ix      Introduction……………………………………………………………………………………………...  ..………..1      Chapter  1  –  Habitat  Use  by  Migratory  Coastal  Sharks  Overwintering  in  North  Carolina  Waters……………………………………………………………………………...  ...……...31      Chapter  2  –  Delineation  and  Mapping  of  Coastal  Shark  Habitat  within  Pamlico  Sound,  North  Carolina…………………………………………………………………..  ………..83      Chapter  3  –  Nursery  Habitat  and  Resource  Partitioning  in  the  Elasmobranch  Community  of  a  North  Carolina  Estuary………………………..........................................  ……...127      Chapter  4  –  Inferring  Coastal  Shark  Habitat  Use  Patterns  from  the  Local  Ecological  Knowledge  of  North  Carolina  Fishermen…………………………………....  ….…...173      Conclusions  –  Review  and  Management  Implications  of  Coastal  Shark  Habitat  Use  Patterns  in  North  Carolina  Waters…………………………………………...  ………209      Appendix  –  IACUC  and  IRB  Protocols…………………………………………………………  ……...243        List  of  Tables    Table  1-­‐1.  Mean  environmental  conditions  by  month  during  2013  gillnet  sampling  between  Cape  Hatteras  and  Ocracoke  Inlet,  North  Carolina……………  ..……..65  Table  1-­‐2.  Number  (N),  total  length  (TL),  and  environmental  measurements  (mean  ±  SD)  for  shark  species  captured  during  2013  gillnet  sampling  near  Cape  Hatteras…………………………………………………………………………………………….  ………..66  Table  1-­‐3.  Transmitter  ID  number,  species,  tagging  date,  sex,  and  total  length  (TL)  for  coastal  sharks  tagged  with  acoustic  transmitters  during  2013  gillnet  sampling  near  Cape  Hatteras………………………………………………………………………  ………..67  Table  1-­‐4.    ANOVA  results  comparing  mean  depth  and  temperature  recorded  by  sensor  tags  between  Age  1+  and  YOY  and  between  female  and  male  juvenile  Sandbar  Sharks……………………………………………………………………………..  ………..68  Table  1-­‐5.    ANOVA  and  Tukey's  Honestly  Significant  Difference  results  comparing  depth  and  temperature  data  recorded  by  sensors  attached  to  acoustic  tags  carried  by  juvenile  Sandbar  Sharks…………………………………………  ………..69  Table  1-­‐6.    ANOVA  and  linear  regression  results  determining  significance  and  direction  of  seasonal  relationships  between  chlorophyll-­‐a  concentrations  (Chl-­‐a)  and  sea  surface  temperature  (SST)  recorded  by  the  MODIS  satellite  at  ACT  Network  receiver  sites  along  the  U.S.  East  Coast  in  2013-­‐2014………………………………………………………………………………………………...  ….……..70  Table  1-­‐7.    Mean  temperature  (SST)  and  chlorophyll-­‐a  (Chl-­‐a)  recorded  by  MODIS  within  each  array  region  by  season,  with  ANOVA  results  comparing  mean  values  between  regions  and  seasons………………………………………………….  ………..71  Table  1-­‐8.    Boosted  Regression  Tree  results  assessing  the  contribution  of  Chlorophyll-­‐a  concentrations  (Chl-­‐a)  and  sea  surface  temperature  (SST)  on  the  presence  of  tagged  juvenile  Sandbar  Sharks  by  season,  including  learning  rate  (lr),  bag  fraction  (bf),  and  percentage  of  tree  splits  contributed  by  each  environmental  factor…………………………………………………………………………………  ……….72  Table  2-­‐1.    Total  number  captured  and  mean  ±  standard  deviation  total  length  (TL)  and  environmental  factor  measurements  for  each  shark  species  captured  during  NCDMF  gillnet  and  longline  surveys  within  Pamlico  Sound.    Species  denoted  with  an  asterisk  were  designated  principle  species...…………  ...…….115  Table  2-­‐2.    Canonical  eigenvalues,  cumulative  percent  of  variation  explained,  and  canonical  structure  from  discriminant  function  analysis  classifying  principle  shark  species  by  environmental  factors………………………………………..  .…….116        Table  2-­‐3.    Percent  of  individuals  of  principle  shark  species  classified  as  each  species  based  on  environmental  factors  by  discriminant  function  analysis.    Correct  classifications  are  in  bold………………………………………….........  ...…….117  Table  2-­‐4.    Linear  correlations  between  environmental  factors  recorded  during  2007-­‐2014  NCDMF  gillnet  and  longline  surveys  in  Pamlico  Sound……  ...…….118  Table  2-­‐5.    Parameters  (lr=learning  rate,  bf=bag  fraction)  and  contribution  (%  of  tree  splits)  for  binary  presence/absence  and  Gaussian  abundance  BRT  models  predicting  abundance  of  principle  shark  species  in  Pamlico  Sound.    Bold  text  denotes  the  three  environmental  factors  contributing  the  most  tree  splits  for  each  species……………………………………………………………...................  .…….119  Table  3-­‐1.    Total  catch,  catch  by  gear  (DL=drumline,  GN=gillnet,  LL=longline,  RR=rod  and  reel),  and  minimum  and  maximum  total  length  and  fork  length/disc  width  (mm)  for  species  captured  during  2014-­‐2015  elasmobranch  sampling  in  Back  and  Core  Sounds,  North  Carolina.    Species  marked  with  an  asterisk  were  considered  principle  species  for  further  analysis……………………………………………………………………………………………………..  …….158  Table  3-­‐2.    Mean  ±  standard  deviation  (SD)  temporal,  environmental,  and  spatial  factors  for  each  elasmobranch  species  captured  during  2014-­‐2015  sampling  in  Back  and  Core  Sounds,  North  Carolina………………………………………  …….159  Table  3-­‐3.  Canonical  values,  cumulative  percent  of  variance  explained,  and  correlations  with  environmental  factors  for  canonicals  generated  by  discriminant  function  analysis…………………………………………………………………….  ....….160  Table  3-­‐4.    Percentage    (%)  of  individual  sharks  classified  as  each  species  based  on  temporal,  environmental,  and  spatial  factors  using  discriminant  function  analysis.    Correct  classifications  are  in  bold……………………………………  ..……161  Table  3-­‐5.  Watson's  two  sample  test  results  comparing  mean  set  time  (hours)  for  principle  elasmobranch  species  with  overall  mean  sampling  time  in  Back  and  Core  Sounds…………………………………………………………………...  ....……162  Table  3-­‐6.    Watson's  two-­‐sample  test  of  heterogeneity  results  (U2)  determining  difference  in  mean  set  time  between  the  seven  principle  species  captured  in  Back  and  Core  Sounds,  North  Carolina…………………….……  ..……163  Table  3-­‐7.    ANOVA  results  showing  significant  differences  in  environmental  and  spatial  habitat  variables  between  principle  elasmobranch  species  sampled  in  Back  Sound,  North  Carolina,  with  Tukey's  Honestly  Significant  Difference  grouping  letters…………………………………………………………………………  …..…164  Table  3-­‐8.  Information  for  Blacktip  and  Blacknose  Sharks  acoustically  tagged  and  released  Back  Sound,  NC  during  2015  sampling…………………………  .…….165    Table  3-­‐9.    Species  not  tagged  during  2015  sampling  detected  on  receivers  placed  around  Middle  Marsh,  with  researchers  and  institutions  responsible  for  tagging………………………………………………………………………………………………….  .…….166  Table  4-­‐1.    Standardized  interview  questions  used  to  gather  local  ecological  knowledge  of  shark  habitat  use  patterns  from  North  Carolina  fishermen……..  .…….199  Table  4-­‐2.  Example  responses  to  the  question  about  entering  fisheries  grouped  into  standardized  response  categories……………………………………….…  ...…….200  Table  4-­‐3.  Common  names,  scientific  names,  and  local  common  names  for  shark  species  specifically  mentioned  by  interviewed  North  Carolina  fishermen……………………………………………………………………………………………….....  ………201  Table  4-­‐4.  General  hypotheses  applied  to  all  coastal  shark  species  in  North  Carolina  compiled  from  similar  interview  responses  from  at  least  50  %  of  fishermen…………………………………………………………………………………………………..  .……202  Table  4-­‐5.  Species-­‐specific  hypotheses  compiled  from  similar  interview  responses  from  at  least  50  %  of  fishermen  who  directly  referenced  the  particular  species……………………………………………………………………………………….  .……203         List  of  Figures    Figure  1-­‐1.    Acoustic  receiver  locations  in  the  Cape  Hatteras  Array………………  ………..73  Figure  1-­‐2.  Catch  per  unit  effort  (CPUE,  sharks/set)  by  month  for  shark  species  other  than  Sandbar  Shark  (CPUE  =  17.81,  February  only)  and  Spiny  Dogfish  (CPUE  =  15.57,  April  only)  captured  during  2013  gillnet  sampling  near  Cape  Hatteras…………………………………………………………………………………….  ………..74  Figure  1-­‐3.    Capture  and  tag  release  locations  for  A.  Sandbar  and  B.  Dusky  Sharks  captured  during  2013  gillnet  sampling  near  Cape  Hatteras……………….      ………..75  Figure  1-­‐4.    Tag  detection  locations  of  juvenile  Sandbar  Sharks  tagged  off  of  Cape  Hatteras  in  February  2013  and  detected  between  February  2013  and  October  2014,  with  corresponding  array  regions………………………………………..  …………76  Figure  1-­‐5.    Detections  of  individual  tagged  juvenile  Sandbar  Sharks  by  date  and  array  region………………………………………………………………………………………..  ………..77  Figure  1-­‐6.    A.  Total  number  of  detections  and  B.  total  number  of  individual  tagged  Sandbar  Sharks  in  the  Chesapeake,  Delaware,  and  Hatteras  array  regions  by  week  of  the  year……………………………………………………………………….  ………..78  Figure  1-­‐7.    Box  plots  of  depth  (m)  and  temperature  (°C)  data  from  pressure  and  temperature  sensors  attached  to  acoustic  tags  deployed  on  juvenile  Sandbar  Sharks……………………………………………………………………………  ………..79  Figure  1-­‐8.  Marginal  effect  plots  showing  the  effect  of  sea  surface  temperature  (SST,  °C)  and  chlorophyll  a  concentrations  (Chlo,  mg/m3)  on  the  probability  of  detecting  a  tagged  Sandbar  Shark  with  cut  point  locations  and  values………………………………………………………………………………………………….  ………..80  Figure  1-­‐9.    Projected  juvenile  Sandbar  Shark  habitat  based  on  BRT  cut  points  of  chlorophyll-­‐a  concentration  (Chl-­‐a,  mg/m3)  and  sea  surface  temperature  (SST,  °C)  between  high  and  low  probability  of  shark  presence  during  A.  winter,  B.  spring  migration,  C.  summer,  and  D.  fall  migration..………  …………81  Figure  2-­‐1.    North  Carolina  Division  of  Marine  Fisheries  (NCDMF)  gillnet  (red  triangeles)  and  longline  (blue  circles)  survey  stations  within  Pamlico  Sound  from  2007-­‐2014………………………………………………………………………………  ………120  Figure  2-­‐2.    Mean  CPUE  (sharks/set)  by  year,  season,  and  month  for  A.  Smooth  and  Spiny  Dogfish  and  B.  Atlantic  Sharpnose,  Blacktip,  Bull,  and  Sandbar  Sharks  captured  in  Pamlico  Sound  from  2007-­‐2014……………………….  ………121        Figure  2-­‐3.    Discriminant  function  analysis  canonical  correspondence  plot  showing  classification  of  principle  shark  species  based  on  canonicals  1  and  2.    Correlations  between  canonicals  and  environmental  factors  are  shown  in  the  biplot  rays,  and  ellipses  represent  95  %  confidence  intervals…………………  ………122  Figure  2-­‐4.    Environmental  grids  for  Pamlico  Sound  representing  A.  static  spatial  features  (depth,  SAV  distance,  and  inlet  distance)  and  temperature,  salinity,  and  dissolved  oxygen  during  B.  summer  and  C.  winter……………………  ………123  Figure  2-­‐5.    Marginal  effect  plots  showing  the  influence  of  the  three  environmental  factors  that  contributed  most  to  the  binary  BRT  model  in  predicting  presence  of  the  six  principle  shark  species  within  Pamlico  Sound.  ………124  Figure  2-­‐6.    Marginal  effect  plots  showing  the  influence  of  the  three  environmental  factors  contributing  the  most  to  the  Gaussian  BRT  model  on  abundance  for  five  of  the  principle  shark  species  in  Pamlico  Sound……………...  ………125  Figure  2-­‐7.    Predicted  abundance  maps  for  the  six  principle  shark  species  within  Pamlico  Sound  based  on  combined  presence/absence  and  abundance  BRT  results.    Predicted  Blacktip  Shark  abundance  is  based  only  on  the  presence/absence  model……………………………………………………………......  ……….126  Figure  3-­‐1.  Fishery-­‐independent  gillnet,  longline,  rod  and  reel,  and  drumline  sampling  locations  from  2014-­‐2015  within  Back  and  Core  Sounds,  North  Carolina  and  locations  of  acoustic  receivers  deployed  in  2015  in  the  vicinity  of  Middle  Marsh  (inset  map)……………………………………….  ……….167  Figure  3-­‐2.    Length-­‐frequency  histograms  with  count  and  percentage  of  total  population  for  A.  Atlantic  Sharpnose  Sharks,  B.  Blacknose  Sharks,  C.  Blacktip  Sharks,  D.  Cownose  Rays,  E.  Smooth  Dogfish,  F.  Southern  Stingrays,  and  G.  Spiny  Dogfish  catpured  in  Back  and  Core  Sounds  during  2014-­‐2015  sampling.    Lengths  are  total  length  (mm)  for  sharks  and  disc  width  (mm)  for  rays…………………………………………………………………………………………………….  ……….168  Figure  3-­‐3.    Radio  graphs  depicting  spatial  overlap  between  each  principle  elasmobranch  species  and  the  other  principle  species,  expressed  as  the  percent  of  sets  in  which  the  given  species  was  caught  with  the  other…………...  ……….169  Figure  3-­‐4.    Discriminant  function  analysis  plot  classifying  principle  elasmobranch  species  based  on  temporal,  environmental,  and  spatial  factors.    Ellipses  represent  95  %  confidence  intervals.    Biplot  rays  are  placed  off-­‐center  to  improve  legibility……………………………………………………….  ……….170  Figure  3-­‐5.    Dates  of  detection  for  each  species  recorded  on  acoustic  receivers  deployed  in  the  vicinity  of  Middle  Marsh,  North  Carolina………………  ………171  Figure  3-­‐6.    Number  of  detections  by  time  period  at  each  Middle  Marsh  acoustic  receiver  site  for  each  species  recorded  within  the  array…………………  …….172        Figure  4-­‐1.    Home  ports  and  fishing  areas  between  Beaufort  Inlet  and  the  northern  Outer  Banks  identified  by  interviewed  fishermen…………………………  ……...205  Figure  4-­‐2.  Responses  from  interviewed  fishermen  to  questions  related  to  fishery  participation:  A.  reason  for  entering  fishery,  B.  typically-­‐used  gear,  C.  non-­‐shark  target  species,  and  D.  fishing  areas.  Percentage  of  responses  may  add  to  greater  than  100  %  due  to  multiple  different  responses  from  the  same  fisherman………………………………………………………………………………………….  ………206  Figure  4-­‐3.  Species  mentioned  by  interviewed  fishermen  in  the  context  of  A.)  active  fishery  targets,  B.  incidentally-­‐encountered  species,  and  C.  both  targeted  and  encountered  species  combined.  Only  fishermen  participating  in  shark  fisheries  counted  towards  percentages  in  A………………………………………  ………207  Figure  4-­‐4.  Responses  from  interviewed  fishermen  regarding  A.  environmental  factors  affecting  shark  presence  or  abundance  and  B.  prey  species  or  food  sources  associated  with  shark  presence  or  abundance…………  ………208                           Introduction     The  Ecological  Importance  of  Sharks  As  a  group,  sharks  (Order  Selachii)  are  typically  upper-­‐level  predators  in  marine  food  webs,  filling  roles  as  either  high  secondary  or  tertiary  consumers  (Cortés  1999).    The  predatory  role  of  sharks  may  make  them  important  regulators  of  the  populations  of  their  prey  and  competitors,  through  both  direct  predation  and  indirect  effects  on  prey  behavior  (Heithaus  et  al.  2010,  Heithaus  and  Vaudo  2012).    Sharks  are  suspected  of  facilitating  cascading  effects  through  marine  food  webs,  though  the  strength  of  these  effects  can  vary  with  community  and  environmental  factors  (Bascompte  et  al.  2005).    In  ecosystems  with  a  diversity  of  predators,  cascading  effects  of  the  loss  of  sharks  can  be  mediated  by  other  high-­‐level  predators  such  as  tunas  and  billfish  (Kitchell  et  al.  2002),  but  in  systems  in  which  one  or  two  species  of  sharks  are  the  dominant  top  predator,  predator-­‐prey  interactions  involving  these  species  can  affect  even  primary  producers  (Burkholder  et  al.  2013).  Declines  in  shark  populations  resulting  from  overfishing  and  other  anthropogenic  factors  are  suspected  of  causing  significant  food  web  changes  due  to  the  removal  of  top-­‐down  control  on  marine  mesopredators  (Baum  and  Worm  2009).    In  one  high-­‐profile  example,  declines  in  large  shark  populations  off  of  North  Carolina  were  implicated  in  the  crash  of  the  scallop  fishery  (Myers  et  al.  2007).    However,  not  all  shark  species  are  affected  by  fishing  pressure  in  the  same  way.    Populations  of  some  species,  such  as  Bull  (Carcharhinus  leucas)  and  Tiger   2   (Galeocerdo  cuvier)  Sharks,  have  stabilized  or  are  increasing,  while  other  species  such  as  Dusky  Sharks  (Carcharhinus  obscurus)  and  Hammerheads  (Sphyrna  sp.)  continue  to  decline  (Hayes  et  al.  2009,  Baum  and  Blanchard  2010,  NMFS  2012a,  Carlson  et  al.  2012).    Though  life  history  traits  vary  widely  between  shark  species  and  can  determine  susceptibility  to  fishing  pressure,  juvenile  survival  rate  tends  to  have  the  greatest  influence  on  population  growth  or  decline  regardless  of  species  (Cortés  et  al.  2012).     Defining  Shark  Habitat  Sharks  may  show  fidelity  to  certain  habitat  types  or  specific  locations  for  a  variety  of  reasons  (Chapman  et  al.  2015).    The  broad  types  of  habitat  use  considered  in  this  study  include  nursery,  foraging,  and  migratory  habitat.    For  the  purposes  of  classifying  habitat,  nursery  habitat  is  considered  to  benefit  reproductive  success,  foraging  habitat  benefits  foraging  efficiency  and  growth,  and  migratory  habitat  represents  the  range  of  paths  followed  by  sharks  while  traveling  between  more  resident  locations.    However,  these  habitat  definitions  likely  overlap.    For  example,  the  migrations  of  pelagic  species  may  follow  areas  of  high  productivity  that  may  provide  foraging  opportunities  (Block  et  al.  2011).      Nursery  habitat  has  been  defined  in  a  marine  fisheries  context  an  area  that  contributes  more  to  the  adult  population  than  other  available  habitat  through  a  combination  of  juvenile  density,  enhanced  growth,  increased  juvenile  survival,  and  movement  from  nurseries  into  adult  habitats  (Beck  et  al.  2001).    These  areas  can  be  further  classified  as  primary  nursery  habitat,  where  birth  occurs,  and  secondary   3   nursery  habitat,  where  juveniles  occur  consistently,  though  these  two  nursery  types  often  overlap  (Bass  1978).    Because  of  the  strong  influence  of  early  life  survivorship  on  population  dynamics  (Cortés  et  al.  2012),  nursery  areas  are  critical  habitat  for  sharks.      Foraging  habitat  is  broadly  defined  as  an  area  of  relatively  high  food  availability.    As  highly  mobile  predators,  sharks  are  rarely  resident  in  any  particular  location  but  may  return  to  foraging  habitats  repeatedly  over  the  course  of  their  seasonal  migrations  (Meyer  et  al.  2010,  Werry  et  al.  2014)  or  preferentially  spend  time  in  certain  habitat  types  that  are  conducive  to  capturing  prey  (Heithaus  et  al.  2002,  Hammerschlag  et  al.  2010).    Trophic  level  and  predation  risk  scale  with  body  size  for  many  shark  species,  so  foraging  habitat  preferences  may  differ  between  life  stages  (Heupel  et  al.  2014).  Migratory  habitat  can  be  defined  as  the  area  animals  travel  through  during  directed  movements  between  locations,  which  can  be  nursery  and  foraging  habitats,  generally  in  response  to  changing  environmental  conditions  (Dingle  and  Drake  2007).    Sharks  have  been  documented  traveling  long  distances  between  foraging  habitats  (Meyer  et  al.  2010)  and  returning  over  long  distances  to  specific  primary  nurseries  (Hueter  et  al.  2005).    Long-­‐distance  movements  may  also  follow  specific  environmental  ranges  or  food  sources  (Block  et  al.  2011,  Kajiura  and  Tellman  2016).    Changes  in  migration  routes  or  destination  habitats  may  have  considerable  impacts  on  shark  life  cycle  and  population  dynamics  (Hueter  et  al.  2005,  Chapman  et  al.  2015).   4   Criteria  originally  developed  to  classify  shark  nursery  habitat  can  be  adapted  to  identify  other  types  of  habitat.    The  presence  of  certain  species  and  demographic  groups  of  that  species  can  be  a  coarse  measure  of  habitat  use.    For  example,  shark  nurseries  have  been  identified  by  the  presence  of  juveniles  and  pregnant  females  (Castro  1993).    Fine-­‐scale  habitat  selection  and  carrying  capacity  can  be  driven  by  a  combination  of  abiotic  environmental  factors,  food  availability,  and  predation  risk  (Heithaus  2007).    The  three  criteria  used  to  identify  nursery  habitat  by  Heupel  et  al.  (2007)  can  be  used  to  define  shark  habitat  beyond  simple  observations:  1)  sharks  are  more  abundant  than  in  other  areas,  2)  sharks  remain  or  occur  repeatedly  for  extended  periods  of  time,  and  3)  use  of  the  area  by  sharks  is  consistent  across  years.    Habitats  often  host  multiple  shark  species,  though  the  species  assemblage  may  change  with  season  (Ulrich  et  al.  2007)  and  individuals  may  move  between  habitats  on  a  seasonal  basis  (Conrath  and  Musick  2008).     Sharks  are  often  found  in  dynamic  nearshore  and  estuarine  habitats  (Knip  et  al.  2010).    Microhabitat  use  within  these  heterogeneous  environments  can  vary  along  ecoclines,  defined  as  gradual  transitions  along  environmental  gradients,  and  ecotones,  which  are  separated  by  sudden  transitions  between  abiotic  conditions  or  biotic  communities  (van  der  Maarel  1990).    Differences  in  abiotic  habitat  preferences  can  facilitate  resource  partitioning  and  reduce  competition  (Dunson  and  Travis  1991),  though  species  distributions  may  overlap  at  boundary  areas  where  their  environmental  tolerances  overlap  (Attrill  and  Rundle  2002).    Distribution  among  co-­‐occurring  shark  species  can  vary  by  abiotic  ecoclines  such  as  dissolved  oxygen,  temperature,  and  salinity,  and  ecotones  such  as  depth  strata  and   5   the  proximity  of  static  features  such  as  inlets  (Wiley  and  Simpfendorfer  2007,  Belcher  and  Jennings  2010,  Froeschke  et  al.  2010).    Though  abiotic  environmental  preferences  are  generally  consistent,  biotic  interactions  may  structure  shark  habitat  use  patterns  in  ways  not  predicted  by  abiotic  factors.    Forging  efficiency  and  prey  availability  may  differ  between  microhabitat  types  (Lipcius  and  Hines  1986),  particularly  those  that  provide  shelter  from  predation  such  as  seagrass  beds  and  oyster  reefs  (Grabowski  et  al.  2005).    However,  ecotone  edges  between  protective  and  relatively  exposed  habitats  may  increase  foraging  opportunities  (Hammerschlag  et  al.  2010).    In  turn,  juveniles  and  small-­‐bodied  species  must  balance  foraging  opportunities  with  protection  from  their  own  predators  (Heithaus  2007).    Predation  risk  can  exert  a  strong  influence  on  habitat  use  and  foraging  patterns  (Dill  et  al.  2003),  but  risk  tolerance  may  vary  by  prey  life  history  (Frid  et  al.  2012).    Sharks  may  not  co-­‐occur  with  their  most  important  prey  to  avoid  competition  with  other  species  (Gutteridge  et  al.  2011)  and  may  occupy  habitats  with  sub-­‐optimal  prey  availability  in  order  to  avoid  predators  (Bush  and  Holland  2002).    Other  species,  however,  seem  to  prioritize  foraging  over  risk-­‐avoidance  and  regularly  move  through  habitats  where  potential  predators  may  occur  (Carlson  et  al.  2008).         Sharks  readily  move  between  different  nursery  habitats,  which  may  serve  to  buffer  the  effects  of  degradation  of  any  one  habitat  on  species  populations  (Yates  et  al.  2012).    However,  many  habitats  are  in  nearshore  or  inshore  waters  where  juvenile  sharks  may  be  more  exposed  to  fishing  pressure  and  other  anthropogenic  stressors  than  in  non-­‐nursery  habitats  (Knip  et  al.  2010).    Even  species  that  range   6   widely  can  show  fidelity  to  specific  nursery  or  foraging  habitats  or  migration  routes,  which  gives  these  particular  areas  a  disproportionate  influence  over  the  behavior  and  population  dynamics  of  those  species  (Hueter  et  al.  2005,  Chapman  et  al.  2015).    For  these  reasons,  in  United  States  waters  the  National  Marine  Fisheries  Service  (NMFS)  has  prioritized  identification  of  nursery  habitats  as  essential  fish  habitat  (EFH)  for  coastal  sharks  (NMFS  2009).     Sharks  in  North  Carolina     Little  is  currently  known  about  shark  habitat  in  North  Carolina  waters,  but  local  physical  and  geographical  features  make  areas  of  the  state’s  coast  well-­‐suited  as  potentially  productive  shark  habitat.    Due  to  the  influence  of  the  Labrador  Current  and  Gulf  Stream,  as  well  as  the  narrow  continental  shelf,  Cape  Hatteras  sits  at  the  dividing  line  between  two  major  marine  ecoregions:  the  Virginian  temperate  region  to  the  north  and  the  Carolinian  subtropical  region  to  the  south  (Hayden  et  al.  1984),  also  known  among  U.S.  fishery  managers  as  the  Northeast  and  Southeast  U.S.  Continental  Shelf  Large  Marine  Ecosystems  (Fautin  et  al.  2010).    Fish  assemblages  differ  significantly  north  and  south  of  Cape  Hatteras  (Love  and  Chase  2007),  and  North  Carolina  waters  form  the  border  between  different  stocks  of  species  that  occur  in  both  northern  and  southern  waters  (Baker  et  al.  2007).           An  assessment  by  NMFS  found  evidence  for  primary  nursery  habitat  within  North  Carolina  waters  for  12  shark  species,  of  which  Atlantic  Sharpnose  Sharks  (Rhizoprionodon  terranovae),  Smooth  Dogfish  (Mustelus  canis),  and  Sandbar  Sharks  (Carcharhinus  plumbeus)  were  the  most  common  (Jensen  et  al.  2002).    Cape   7   Hatteras  appears  to  be  an  important  overwintering  habitat  for  juvenile  Sandbar  and  Dusky  Sharks,  which  are  common  bycatch  in  local  sink  gillnet  fisheries  (Jensen  and  Hopkins  2001).    Sandbar  Sharks  in  particular  have  been  tracked  to  this  area  from  primary  nurseries  in  the  Chesapeake  (Conrath  and  Musick  2008)  and  Delaware  (McCandless  et  al.  2007)  Bays.    The  University  of  North  Carolina  (UNC)  longline  survey,  running  since  1972  in  the  vicinity  of  Cape  Lookout,  has  documented  22  species  of  sharks,  and  individuals  within  juvenile  size  ranges  have  been  captured  for  14  of  them  (Schwartz  et  al.  2013).    Thorpe  et  al.  (2004)  determined  that  nearshore  waters  around  Cape  Fear  regularly  provided  primary  and  secondary  nursery  habitat  for  Atlantic  Sharpnose,  Spinner  (Carcharhinus  brevipinna),  Blacknose  (Carcharhinus   acronotus),  and  Dusky  Sharks,  and  served  as  occasional  nursery  habitat  for  Blacktip  (Carcharhinus  limbatus)  and  Scalloped  Hammerhead  (Sphyrna  lewini)  sharks.      Shark  presence  and  abundance  in  the  inshore  waters  of  North  Carolina  are  not  currently  well-­‐understood,  but  coastal  sharks  are  captured  during  gillnet  and  longline  surveys  within  Pamlico  Sound  (Lee  Paramore,  NCDMF,  personal  communication)  and  small  coastal  species  are  among  the  bycatch  in  the  inshore  shrimp  fishery  (Brown  2010).    The  freshwater-­‐tolerant  Bull  Shark  (Carcharhinus   leucas)  has  been  encountered  throughout  Pamlico  Sound  and  within  adjacent  rivers  (Schwartz  2012).    Several  shark  species  were  documented  in  the  Cape  Fear  River  in  the  1970s,  including  juvenile  Blacknose,  Dusky,  and  Atlantic  Sharpnose  Sharks  (Schwartz  2000).  Shark  habitats  in  North  Carolina  waters  are  potentially  impacted  by  fisheries  (Jensen  and  Hopkins  2001,  Thorpe  and  Frierson  2009,  Brown  2010)  and  may  face   8   increasing  pressure  from  coastal  development,  particularly  impending  fossil  fuel  exploration  and  extraction.    Additionally,  North  Carolina’s  position  at  the  edge  of  temperate  and  subtropical  waters  makes  the  state’s  waters  ideal  for  observing  species  range  shifts  in  response  to  changing  climate  (e.g.  Pinsky  et  al.  2013)  and  some  evidence  already  exists  for  recent  shark  species  assemblage  changes  in  the  area  (Schwartz  et  al.  2010).    With  the  exception  of  the  UNC  longline  survey  focused  in  the  vicinity  of  Cape  Lookout  (Schwartz  et  al.  2013),  North  Carolina  does  not  currently  engage  in  regular,  targeted  sampling  for  coastal  sharks.    Despite  this  lack  of  monitoring  attention  relative  to  other  commercially  and  recreationally-­‐sought  fish  species,  North  Carolina  ranks  in  the  top  four  states  in  terms  of  percentage  of  commercial  shark  fishing  permit  holders  and  several  coastal  species  are  specifically  targeted  by  charter  fishermen  in  state  waters  (NMFS  2012b).    An  updated  assessment  of  shark  nursery  habitat  in  North  Carolina  waters  is  needed  to  best  inform  management  of  these  species  in  the  face  of  changing  environmental  and  economic  patterns.         U.S.  Atlantic  Coastal  Shark  Fisheries     U.S.  commercial  coastal  shark  fishing  effort  in  the  Atlantic  is  distributed  along  the  mid-­‐Atlantic  and  southeastern  regions,  though  most  targeted  fisheries  occur  from  North  Carolina  south  (NMFS  2012b).    Gear  types  used  in  coastal  shark  fisheries  include  bottom  longlines,  drift  gillnets,  strike  nets,  and  sink  gillnets,  with  bottom  longlines  and  sink  gillnets  the  most  commonly-­‐used  gear  types  (NMFS  2012b,  Mathers  et  al.  2013).    Bottom  longline  gear  characteristics  can  vary  widely   9   by  region,  but  typically  consist  of  a  mainline  ranging  from  0.5  to  13.7  km  with  4  to  1,000  gangions  usually  consisting  of  heavy  monofilament  leader  and  either  a  circle  or  J-­‐hook,  with  soak  times  ranging  from  10.9  to  20.3  hours  (Hale  et  al.  2011,  NMFS  2012b).    In  the  sink  gillnet  fishery,  gear  measures  between  182  to  2,645  m  in  length  and  2.4  to  15.2  m  in  depth,  and  total  fishing  time  including  soak  and  haul-­‐back  time  ranges  from  1.9-­‐10.2  hours  (NMFS  2012b,  Mathers  et  al.  2013).    Blacktip  Sharks  consistently  have  been  the  most-­‐landed  species  in  large  coastal  shark  fisheries,  while  Atlantic  Sharpnose  Sharks  historically  have  made  up  the  majority  of  landings  in  small  coastal  shark  fisheries  (NMFS  2012b).    These  two  species  currently  are  the  most  commonly  captured  and  retained  species  in  the  Atlantic  bottom  longline  fishery,  while  Smooth  Dogfish  are  the  most  commonly  retained  shark  species  in  Atlantic  sink  gillnet  fisheries,  some  of  which  target  the  species  (NMFS  2014).     Recreational  fisheries  may  represent  a  considerable  and  increasing  source  of  fishing  pressure  on  Atlantic  coastal  shark  populations.    Sharks  have  long  been  recognized  as  a  target  of  recreational  fishing  effort  in  the  Gulf  of  Mexico,  and  is  of  high  economic  importance  to  the  region  (Fisher  and  Ditton  1993).    Recreational  shark  fisheries  on  the  Atlantic  coast  are  less  developed,  but  interest  has  increased  since  the  1960s.    Sharks  may  be  caught  by  rod  and  reel  from  shore,  fishing  piers,  and  vessels,  and  charter  fishing  for  coastal  sharks  is  becoming  increasingly  popular  (NMFS  2012b).    Though  the  recreational  fishery  for  sharks  is  generally  catch-­‐and-­‐release,  some  species  are  commonly  kept  for  consumption.    In  the  Atlantic,  Blacktip  and  Spinner  Sharks  make  up  the  majority  of  large  coastal  sharks  harvested  recreationally  (NMFS  2014).    Among  small  coastal  shark  species,  Atlantic  Sharpnose   10   and  Bonnethead  (Sphyrna  tiburo)  Sharks  make  up  the  majority  of  species  captured  and  retained  in  Atlantic  recreational  fisheries  (Cortés  2007,  NMFS  2014).     Management  of  Coastal  Sharks  in  U.S.  Atlantic  Waters     At  a  Federal  level,  management  of  shark  fisheries  in  U.S.  Atlantic  waters  is  administered  by  the  NMFS  Highly  Migratory  Species  (HMS)  management  division.    The  first  interstate  fishery  management  plan  (FMP)  for  sharks  was  developed  in  1993  and  grouped  all  managed  species  into  three  fishery  complexes  based  on  size  and  habitat  in  which  the  species  were  most  often  encountered:  large  coastal  sharks,  small  coastal  sharks,  and  pelagic  sharks  (NMFS  1993).    Annual  and  semi-­‐annual  quotas  were  set  by  fishery  complex,  and  for  recreational  fisheries  a  daily  limit  of  four  sharks  per  vessel  was  established.    In  1999,  NMFS  introduced  several  new  regulations  regarding  sharks  as  part  of  the  FMP  for  Atlantic  tuna,  swordfish,  and  sharks  (NMFS  1999).    These  included  a  reduced  daily  limit  of  one  shark  per  vessel  for  recreational  fisheries  (with  an  allowance  for  one  extra  Atlantic  Sharpnose  Shark),  a  commercial  size  limit  of  137  cm  for  ridgebacked  coastal  species  (including  Sandbar,  Silky  (Carcharhinus  falciformis)  and  Tiger  Sharks),  limited-­‐access  permits  for  commercial  shark  fisheries,  and  a  prohibition  on  landing  sharks  without  fins  attached  in  Atlantic  waters.    In  addition,  the  1999  FMP  began  separating  species  out  of  the  fishery  complexes:  Porbeagle  (Lamna  nasus)  and  Blue  Sharks  (Prionace   glauca)  were  given  separate  quotas  from  the  rest  of  the  pelagic  shark  complex,  and  landings  were  prohibited  for  19  species  of  conservation  concern,  including  Sand  Tiger  (Carcharias  taurus),  White  (Carcharodon  carcharias),  and  Dusky  Sharks   11   (NMFS  1999).    An  amendment  to  this  FMP  added  a  time-­‐area  closure  to  sink  gillnets  off  of  Virginia,  North  Carolina,  and  South  Carolina  from  January-­‐July  to  protect  pupping  grounds  used  by  Sandbar  and  Dusky  Sharks  (NMFS  2003).     Currently,  shark  fisheries  are  managed  by  the  Consolidated  Atlantic  Highly  Migratory  Species  FMP  (NMFS  2006)  and  its  amendments.    The  initial  FMP  maintained  most  of  the  previous  regulations  (NMFS  1999,  2003),  added  mandatory  identification  workshops  for  commercial  fishermen  and  dealers  involved  with  shark  fisheries,  and  established  a  framework  for  assessing  Finetooth  Sharks  (Carcharhinus   isodon)  separately  from  the  small  coastal  shark  complex.    Amendments  focused  on  sharks  have  largely  concentrated  on  breaking  up  the  shark  fishery  complexes  and  establishing  species-­‐specific  management  measures.    Amendment  2  prohibited  recreational  and  commercial  landing  of  sandbar  sharks  with  the  exception  of  vessels  involved  in  a  limited-­‐access  research  fishery  with  total  fishery  observer  coverage  (NMFS  2007).      Amendment  3  formally  removed  Blacknose  Sharks  from  the  small  coastal  shark  complex  and  established  a  separate  quota,  while  also  laying  the  framework  for  a  quota  for  Smooth  Dogfish  (NMFS  2010).    The  most  recent  amendment  established  a  quota  for  all  large  Hammerhead  shark  species  separate  from  that  of  the  large  coastal  shark  complex  and  increased  both  the  recreational  and  commercial  size  limit  for  these  species  to  78  inches  (198  cm),  and  began  managing  Blacktip  Sharks  from  the  Gulf  of  Mexico  separately  from  the  large  coastal  shark  complex  in  that  region  (NMFS  2013).     In  state  waters  (less  than  3  nm/5.56  km  from  shore),  shark  fishery  management  is  administered  by  the  Atlantic  States  Marine  Fisheries  Commission   12   (ASMFC).    The  Interstate  FMP  for  Atlantic  Coastal  Sharks  (ASMFC  2008)  mostly  ensured  consistency  between  state  regulations  Federal  regulations,  with  the  exception  of  some  differences  in  permissible  gear  types  for  state  waters.    The  ASMFC  FMP  also  established  smooth  dogfish  as  a  separate  management  unit  from  large  coastal,  small  coastal,  and  pelagic  shark  complexes  (ASMFC  2008).    Addendum  I  of  the  FMP  broke  with  Federal  regulations  to  allow  finning  of  Smooth  Dogfish  at  sea,  provided  the  weight  of  fins  landed  did  not  exceed  5%  of  the  weight  of  dressed  carcasses  landed  (ASMFC  2009).    Addendum  II  (ASMFC  2013)  increased  the  fin:carcass  weight  ratio  for  smooth  dogfish  to  12%  to  make  state  regulations  consistent  with  the  Shark  Conservation  Act  of  2010  (USA  2010).     The  Shark  Conservation  Act  of  2010  is  one  of  several  recent  policy  developments  that  have  influenced  shark  fishery  management.    The  Act  prohibits  landing  of  sharks  caught  in  U.S.  waters  without  fins  naturally  attached,  with  the  exception  of  Smooth  Dogfish  (USA  2010).    The  Act  also  increases  the  fin:carcass  weight  ratio  to  12%  for  Smooth  Dogfish.    Implementation  of  the  Shark  Conservation  Act  has  put  NMFS  in  conflict  with  state  laws  prohibiting  the  possession  and  transport  of  shark  fins  (NOAA  2013a).    Shark  management  has  also  been  influenced  by  recent  petitions  to  list  some  shark  species  on  the  U.S.  Endangered  Species  Act.    In  response  to  a  petition  to  list  Scalloped  Hammerheads  (Sphryna  lewini),  NMFS  found  that  listing  as  Threatened  or  Endangered  was  not  warranted  for  the  Northwest  Atlantic  population  but  may  be  warranted  for  populations  elsewhere  in  the  world  (Miller  et  al.  2013).    However,  in  response  to  a  petition  to  list  the  Great  Hammerheads  (Sphyrna  mokarran),  NMFS  found  that  listing  may  be  warranted  and   13   is  currently  conducting  an  assessment  of  the  species  (NOAA  2013b).    NMFS  also  assessing  the  Dusky  Shark  as  a  candidate  species  for  listing  under  the  Endangered  Species  Act  (NOAA  2013c)  but  found  that  listing  was  not  warranted  due  to  progress  made  in  rebuilding  populations  by  existing  management  measures  (McCandless  et  al.  2014).     The  most  recent  stock  assessments  (NMFS  2012a)  show  mixed  results  with  regards  to  shark  stock  health.    Of  the  sharks  assessed  by  NMFS,  Sandbar,  Dusky,  Scalloped  Hammerhead,  Blacknose,  and  Porbeagle  sharks  are  classified  as  overfished,  with  overfishing  still  occurring  for  all  but  Sandbar  Sharks  and  Porbeagles.    Other  shark  stocks  are  apparently  responding  well  to  fishing  pressure,  with  non-­‐Blacknose  small  coastal  sharks,  Gulf  of  Mexico  Blacktip  Sharks,  and  non-­‐Porbeagle  pelagic  sharks  designated  as  not  overfished  with  no  overfishing  occurring  (NMFS  2012a).     Fishery  Interactions  and  Anthropogenic  Influences  on  Coastal  Shark  Habitat     Juvenile  survival  is  one  of  the  most  important  factors  regulating  shark  populations  (Cortés  et  al.  2012),  but  the  use  of  relatively  constrained  inshore  and  nearshore  nursery  habitats  by  many  coastal  shark  species  may  place  juveniles  at  greater  risk  of  interactions  with  fisheries  (Knip  et  al.  2010).    Despite  size  limits  and  landings  prohibitions,  juvenile  sharks  are  common  among  fishery  bycatch.    Juvenile  sharks  are  incidentally  captured  in  nearshore  gillnet  fisheries  targeting  other  species  such  as  Spanish  Mackerel  (Scomberomorus  maculatus)  and  mixed  teleosts  (Thorpe  and  Frierson  2009,  Mathers  et  al.  2013),  longline  fisheries  targeting  adult   14   coastal  sharks  (Morgan  and  Burgess  2007),  and  recreational  fisheries  (Cortés  2007).    Nearshore  and  inshore  trawl  fisheries  can  also  incidentally  capture  juvenile  sharks,  particularly  species  in  the  small  coastal  shark  complex  (Belcher  and  Jennings  2011).     Post-­‐release  survival  after  incidental  capture  varies  by  a  number  of  factors,  and  some  species  are  better  able  to  handle  capture  stress  and  injury  than  others.    Morgan  and  Burgess  (2007)  found  that  at-­‐vessel  mortality  for  commercial  longline-­‐captured  Tiger  and  Sandbar  Sharks  was  relatively  low,  while  81-­‐94  %  of  all  Scalloped  Hammerhead,  Great  Hammerhead,  Dusky,  and  Blacktip  Sharks  were  dead.    Capture  stress  responses  and  post-­‐release  survival  can  vary  even  among  closely-­‐related  species  within  the  same  family  and  genus  (Mandelman  and  Skomal  2009).    Gear  characteristics  can  also  influence  survival  rates:  gillnet  capture  seems  to  cause  greater  capture  stress  among  sharks  than  longline  capture  (Hyatt  et  al.  2012)  and  time  spent  hooked  on  longline  gear  was  the  most  important  factor  affecting  mortality  for  three  of  four  species  assessed  by  Morgan  and  Carlson  (2010).    Regardless  of  species,  juvenile  age  classes  are  more  susceptible  to  capture  mortality  (Morgan  and  Burgess  2007,  Romine  et  al.  2009).    For  especially  long-­‐lived,  low-­‐fecundity  species  like  the  Dusky  Shark,  incidental  capture  mortality  of  juveniles  may  be  enough  to  slow  or  prevent  population  recovery  (Romine  et  al.  2009).     Fishery  interactions  are  not  the  only  anthropogenic  influences  on  shark  habitats.    Use  of  nearshore  and  inshore  environments  also  exposes  sharks  to  the  impacts  of  coastal  development  (Knip  et  al.  2010).    Habitat  degradation  resulting  from  coastal  development  can  affect  survival  rate  among  juvenile  sharks,  as  has  been  observed  at  a  Lemon  Shark  (Negaprion  brevirostris)  nursery  in  Bimini   15   (Jennings  et  al.  2008).    Conversely,  juvenile  Bull  Sharks  in  the  Indian  River  Lagoon  in  Florida  appear  to  have  adapted  to  using  anthropogenic  habitat  modifications  such  as  canals,  but  this  may  increase  their  exposure  to  harmful  contaminants  (Curtis  et  al.  2013).       All  of  these  issues  underscore  the  importance  of  identifying  and  delineating  the  spatial  extent  of  shark  nursery  habitats.    Spatial  delineation  of  essential  habitats  for  highly  mobile  species  will  become  especially  important  as  marine  spatial  planning  policies  move  forward  (Crowder  and  Norse  2008).     Methodology   Goals  and  Objectives    The  goal  of  this  study  was  to  identify  and  delineate  shark  habitat  in  North  Carolina  waters  at  three  spatial  scales:  coastal,  estuarine,  and  microhabitat.    Methods  used  to  assess  potential  nursery  habitat  included  a  combination  of  fishery-­‐independent  sampling  and  social  science  techniques.    The  specific  objectives  were:  1. Assess  nursery  habitat  in  North  Carolina  waters  on  a  coastal  scale  using  a  combination  of  surveys  and  passive  acoustic  telemetry  to  identify  migratory  connections  to  the  Hatteras  Bight  and  the  environmental  conditions  associated  with  use  of  this  area  by  juvenile  sharks.  2. Identify  and  spatially  delineate  habitat  use  on  an  estuarine  scale  by  sharks  using  data  from  fishery-­‐independent  gillnet  and  longline  surveys  in  Pamlico  Sound.   16   3. Describe  patterns  of  inshore  microhabitat  use  using  a  combination  of  relative  catch  data  from  fishery-­‐independent  survey  methods  and  acoustic  telemetry.      4. Use  open-­‐ended  interviews  to  gather  local  ecological  knowledge  (LEK)  on  environmental  factors  associated  with  shark  presence  and  abundance  from  fishermen  who  have  interacted  with  sharks  in  North  Carolina  waters.  It  is  hoped  that  the  combined  results  of  these  approaches  will  provide  a  holistic  view  of  shark  habitat  associations  in  North  Carolina.    More  details  on  methods  and  results  are  found  in  the  chapters  within  in  this  volume.     Expected  Benefits     Identification  and  delineation  of  nursery  habitat  may  help  make  coastal  shark  fisheries  more  selective  and  sustainable  by  allowing  fishers  to  avoid  areas  where  juvenile  sharks  are  abundant.    Fishery  regulations  incentivize  fishers  to  avoid  incidental  capture  of  juveniles  and  prohibited  species,  and  more  detailed  information  on  migratory  patterns  and  habitat  use  can  aid  these  efforts.    The  results  of  this  study  may  increase  the  precision  and  effectiveness  of  fishery  management  measures  such  as  time-­‐area  closures  and  fishing  seasons.    In  addition,  this  project  will  identify  factors  associated  with  shark  presence  and  habitat  use  at  multiple  spatial  scales,  which  may  be  helpful  in  modeling  intraspecific  interactions  between  these  species  and  other  monitored  species  such  as  sea  turtles,  marine  mammals,  and  economically-­‐important  finfish.    Finally,  decreased  fishing  pressure  on  juveniles  will  help  vulnerable  shark  populations  rebuild,  potentially  to  the  point  of  reopening  fisheries  for  some  species.   17     References  ASMFC.  2008.  Interstate  Fishery  Management  Plan  for  Atlantic  Coastal  Sharks.  Arlington,  VA.  ASMFC.  2009.  Addendum  I  to  the  Interstate  Fishery  Management  Plan  for  Atlantic  Coastal  Sharks.  Arlington,  VA.  ASMFC.  2013.  Addendum  II  to  the  Interstate  Fishery  Management  Plan  for  Atlantic  Coastal  Sharks:  Smoothhound  Shark  State  Shares.  Arlington,  VA.  Attrill,  M.  J.,  and  S.  D.  Rundle.  2002.  Ecotone  or  ecocline:  Ecological  boundaries  in  estuaries.  Estuarine,  Coastal  and  Shelf  Science  55:929–936.  Baker,  T.  G.,  S.  Morand,  C.  A.  Wenner,  W.  A.  Roumillat,  and  I.  de  Buron.  2007.  Stock  identification  of  the  sciaenid  fish  Micropogonias  undulatus  in  the  western  North  Atlantic  Ocean  using  parasites  as  biological  tags.  Journal  of  helminthology  81:155–67.  Bangley,  C.  W.,  R.  A.  Rulifson,  and  A.  S.  Overton.  2013.  Evaluating  the  efficiency  of  flushed  stomach-­‐tube  lavage  for  collecting  stomach  contents  from  dogfish  sharks.  Southeastern  Naturalist  12:523–533.  Bascompte,  J.,  C.  Melián,  and  E.  Sala.  2005.  Interaction  strength  combinations  and  the  overfishing  of  a  marine  food  web.  Proceedings  of  the  National  Academy  of  Science  102:5443–5447.  Bass,  A.  J.  1978.  Problems  in  studies  of  sharks  in  the  Southwest  Indian  Ocean.  Pages  545–594  in  E.  S.  Hodgson  and  R.  F.  Matthewson,  editors.  Sensory  Biology  of  Sharks,  Skates,  and  Rays.  Office  of  Naval  Research,  Department  of  the  Navy,   18   Arlington,  VA.  Baum,  J.  K.,  and  W.  Blanchard.  2010.  Inferring  shark  population  trends  from  generalized  linear  mixed  models  of  pelagic  longline  catch  and  effort  data.  Fisheries  Research  102:229–239.  Baum,  J.  K.,  and  B.  Worm.  2009.  Cascading  top-­‐down  effects  of  changing  oceanic  predator  abundances.  The  Journal  of  animal  ecology  78:699–714.  Beck,  M.  W.,  K.  L.  Heck,  Jr.,  K.  W.  Able,  L.  Daniel,  D.  B.  Eggleston,  B.  M.  Gillanders,  B.  Halpern,  C.  G.  Hays,  K.  Hoshino,  T.  J.  Minello,  R.  J.  Orth,  F.  Peter,  and  M.  P.  Weinstein.  2001.  The  identification,  conservation,  and  management  of  estuarine  and  marine  nurseries  for  fish  and  invertebrates.  BioScience  51:633–641.  Belcher,  C.  N.,  and  C.  A.  Jennings.  2010.  Utility  of  mesohabitat  features  for  determining  habitat  associations  of  subadult  sharks  in  Georgia’s  estuaries.  Environmental  Biology  of  Fishes  88:349–359.  Belcher,  C.  N.,  and  C.  A.  Jennings.  2011.  Identification  and  evaluation  of  shark  bycatch  in  Georgia’s  commercial  shrimp  trawl  fishery  with  implications  for  management.  Fisheries  Management  and  Ecology  18:104–112.  Block,  B.  A.,  I.  D.  Jonsen,  S.  J.  Jorgensen,  A.  J.  Winship,  S.  A.  Shaffer,  S.  J.  Bograd,  E.  L.  Hazen,  D.  G.  Foley,  G.  A.  Breed,  A.-­‐L.  Harrison,  J.  E.  Ganong,  A.  Swithenbank,  M.  Castleton,  H.  Dewar,  B.  R.  Mate,  G.  L.  Shillinger,  K.  M.  Schaefer,  S.  R.  Benson,  M.  J.  Weise,  R.  W.  Henry,  and  D.  P.  Costa.  2011.  Tracking  apex  marine  predator  movements  in  a  dynamic  ocean.  Nature  475:86–90.  Brown,  K.  2010.  Documentation  and  reduction  of  bycatch  in  North  Carolina  fisheries   19   Job  2:  characterization  of  the  inshore  commercial  shrimp  fishery  in  Pamlico  Sound  and  its  tributaries,  North  Carolina.  Morehead  City,  NC.  Burkholder,  D.  A.,  M.  R.  Heithaus,  J.  W.  Fourqurean,  A.  Wirsing,  and  L.  M.  Dill.  2013.  Patterns  of  top-­‐down  control  in  a  seagrass  ecosystem:  could  a  roving  apex  predator  induce  a  behaviour-­‐mediated  trophic  cascade?  The  Journal  of  Animal  Ecology:1–11.  Bush,  A.,  and  K.  Holland.  2002.  Food  limitation  in  a  nursery  area:  estimates  of  daily  ration  in  juvenile  Scalloped  Hammerheads,  Sphyrna  lewini  (Griffith  and  Smith,  1834)  in  Kane’ohe  Bay,  O’ahu,  Hawai’i.  Journal  of  Experimental  Marine  Biology  and  Ecology  278:157–178.  Carlson,  J.  K.,  L.  F.  Hale,  A.  Morgan,  and  G.  Burgess.  2012.  Relative  abundance  and  size  of  coastal  sharks  derived  from  commercial  shark  longline  catch  and  effort  data.  Journal  of  Fish  Biology  80:1749–1764.  Carlson,  J.  K.,  M.  R.  Heupel,  D.  M.  Bethea,  and  L.  D.  Hollensead.  2008.  Coastal  habitat  use  and  residency  of  juvenile  Atlantic  Sharpnose  Sharks  (Rhizoprionodon   terraenovae).  Estuaries  and  Coasts  31:931–940.  Castro,  J.  I.  1993.  The  shark  nursery  of  Bulls  Bay,  South  Carolina,  with  a  review  of  the  shark  nurseries  of  the  southeastern  coast  of  the  United  States.  Environmental  Biology  of  Fishes  38:37–48.  Chapman,  D.  D.,  K.  a.  Feldheim,  Y.  P.  Papastamatiou,  and  R.  E.  Hueter.  2015.  There  and  back  again:  A  review  of  residency  and  return  migrations  in  sharks,  with  implications  for  population  structure  and  management.  Annual  Review  of  Marine  Science  7:547–570.   20   Conrath,  C.  L.,  and  J.  A.  Musick.  2008.  Investigations  into  depth  and  temperature  habitat  utilization  and  overwintering  grounds  of  juvenile  Sandbar  Sharks,   Carcharhinus  plumbeus:  the  importance  of  near  shore  North  Carolina  waters.  Environmental  Biology  of  Fishes  82:123–131.  Cortés,  E.  1999.  Standardized  diet  compositions  and  trophic  levels  of  sharks.  ICES  Journal  of  Marine  Science  56:707–717.  Cortés,  E.  2007.  Standardized  catch  rates  of  bonnethead,  Atlantic  sharpnose  shark,  and  the  small  coastal  shark  complex  from  the  Marine  Recreational  Fisheries  Statistics  Survey  (MRFSS).  Panama  City,  FL.  Cortés,  E.,  E.  N.  Brooks,  and  T.  Gedamke.  2012.  Population  dynamics,  demography,  and  stock  assessment.  Pages  473–485  in  J.  C.  Carrier,  J.  A.  Musick,  and  M.  R.  Heithaus,  editors.  Biology  of  Sharks  and  Their  Relatives,  2nd  edition.  CRC  Press,  Boca  Raton,  FL.  Crowder,  L.,  and  E.  Norse.  2008.  Essential  ecological  insights  for  marine  ecosystem-­‐based  management  and  marine  spatial  planning.  Marine  Policy  32:772–778.  Curtis,  T.  H.,  D.  C.  Parkyn,  and  G.  H.  Burgess.  2013.  Use  of  human-­‐altered  habitats  by  Bull  Sharks  in  a  Florida  nursery  area.  Marine  and  Coastal  Fisheries  5:28–38.  Dill,  L.,  M.  Heithaus,  and  C.  Walters.  2003.  Behaviorally  mediated  indirect  interactions  in  marine  communities  and  their  conservation  implications.  Ecology  84:1151–1157.  Dingle,  H.,  and  V.  A.  Drake.  2007.  What  Is  Migration?  BioScience  57:113.  Driggers,  W.  B.  I.,  M.  D.  Campbell,  E.  R.  Hoffmayer,  and  G.  W.  J.  Ingram.  2012.  Feeding  chronology  of  six  species  of  carcharhinid  sharks  in  the  western  North  Atlantic   21   Ocean  as  inferred  from  longline  capture  data.  Marine  Ecology  Progress  Series  465:185–192.  Dunson,  W.  A.,  and  J.  Travis.  1991.  The  role  of  abiotic  factors  in  community  organization.  American  Naturalist  138:1067–1091.  Fautin,  D.,  P.  Dalton,  L.  S.  Incze,  J.  A.  C.  Leong,  C.  Pautzke,  A.  Rosenberg,  P.  Sandifer,  G.  Sedberry,  J.  W.  Tunnell,  I.  Abbott,  R.  E.  Brainard,  M.  Brodeur,  L.  G.  Eldredge,  M.  Feldman,  F.  Moretzsohn,  P.  S.  Vroom,  M.  Wainstein,  and  N.  Wolff.  2010.  An  overview  of  marine  biodiversity  in  United  States  waters.  PloS  One  5:e11914.  Fisher,  M.  R.,  and  R.  B.  Ditton.  1993.  A  Social  and  economic  characterization  of  the  U.S.  Gulf  of  Mexico  recreational  shark  fishery.  Marine  Fisheries  Review  55:21–27.  Frid,  A.,  J.  Marliave,  and  M.  R.  Heithaus.  2012.  Interspecific  variation  in  life  history  relates  to  antipredator  decisions  by  marine  mesopredators  on  temperate  reefs.  PloS  One  7:e40083.  Froeschke,  J.,  G.  Stunz,  and  M.  Wildhaber.  2010.  Environmental  influences  on  the  occurrence  of  coastal  sharks  in  estuarine  waters.  Marine  Ecology  Progress  Series  407:279–292.  Grabowski,  J.,  A.  Hughes,  D.  Kimbro,  and  M.  Dolan.  2005.  How  habitat  setting  influences  restored  oyster  reef  communities.  Ecology  86:1926–1935.  Grubbs,  R.  D.  2010.  Ontogenetic  shifts  in  movements  and  habitat  use.  Pages  319–350   in  J.  C.  Carrier,  J.  A.  Musick,  and  M.  R.  Heithaus,  editors.  Sharks  and  their  relatives  II:  biodiversity,  adaptive  physiology,  and  conservation.  CRC  Press,  Boca  Raton,  FL.   22   Grubbs,  R.  D.,  and  J.  A.  Musick.  2007.  Spatial  delineation  of  summer  nursery  areas  for  juvenile  sandbar  sharks  in  Chesapeake  Bay,  Virginia.  Pages  63–85  in  C.  T.  McCandless,  N.  E.  Kohler,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Gutteridge,  A.  N.,  M.  B.  Bennett,  C.  Huveneers,  and  I.  R.  Tibbetts.  2011.  Assessing  the  overlap  between  the  diet  of  a  coastal  shark  and  the  surrounding  prey  communities  in  a  sub-­‐tropical  embayment.  Journal  of  Fish  Biology  78:1405–22.  Hale,  L.  F.,  S.  J.  B.  Gulak,  A.  M.  Napier,  and  J.  K.  Carlson.  2011.  Characterization  of  the  shark  bottom  longline  fishery:  2010.  NOAA  Technical  Memorandum  NMFS-­‐SEFSC-­‐611.  Hammerschlag,  N.,  A.  Morgan,  and  J.  Serafy.  2010.  Relative  predation  risk  for  fishes  along  a  subtropical  mangrove–seagrass  ecotone.  Marine  Ecology  Progress  Series  401:259–267.  Hayden,  B.  P.,  C.  Ray,  and  P.  D.  Columbia.  1984.  Classification  of  coastal  and  marine  environments.  Environmental  Conservation  11:199–207.  Hayes,  C.  G.,  Y.  Jiao,  and  E.  Cortés.  2009.  Stock  assessment  of  Scalloped  Hammerheads  in  the  Western  North  Atlantic  Ocean  and  Gulf  of  Mexico.  North  American  Journal  of  Fisheries  Management  29:1406–1417.  Heithaus,  M.  2001.  Shark  attacks  on  Bottlenose  Dolphins  (Tursiops  truncatus)  in  Shark  Bay,  Western  Australia:  Attack  rate,  bite  scar  frequencies,  and  attack  seasonality.  Marine  Mammal  Science  17:526–539.  Heithaus,  M.  R.  2007.  Nursery  areas  as  essential  shark  habitats:  a  theoretical   23   perspective.  Pages  3–13  in  C.  McCandless,  N.  Kohler,  and  J.  Pratt,  H.L.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Heithaus,  M.  R.,  L.  M.  Dill,  G.  J.  Marshall,  and  B.  Buhleier.  2002.  Habitat  use  and  foraging  behavior  of  Tiger  Sharks  (Galeocerdo  cuvier)  in  a  seagrass  ecosystem.  Marine  Biology  140:237–248.  Heithaus,  M.  R.,  A.  Frid,  J.  J.  Vaudo,  B.  Worm,  and  A.  J.  Wirsing.  2010.  Unraveling  the  ecological  importance  of  elasmobranchs.  Pages  611–637  in  J.  C.  Carrier,  J.  A.  Musick,  and  M.  R.  Heithaus,  editors.  Sharks  and  their  relatives  II:  biodiversity,  adaptive  physiology,  and  conservation.  CRC  Press,  Boca  Raton,  FL.  Heithaus,  M.  R.,  and  J.  J.  Vaudo.  2012.  Predator-­‐prey  interactions.  Pages  505–546  in  J.  C.  Carrier,  J.  A.  Musick,  and  M.  R.  Heithaus,  editors.  Biology  of  Sharks  and  Their  Relatives,  2nd  edition.  CRC  Press,  Boca  Raton,  FL.  Heupel,  M.  R.,  J.  K.  Carlson,  and  C.  A.  Simpfendorfer.  2007.  Shark  nursery  areas:  concepts,  definition,  characterization  and  assumptions.  Marine  Ecology  Progress  Series  337:287–297.  Heupel,  M.  R.,  D.  M.  Knip,  C.  a.  Simpfendorfer,  and  N.  K.  Dulvy.  2014.  Sizing  up  the  ecological  role  of  sharks  as  predators.  Marine  Ecology  Progress  Series  495:291–298.  Heupel,  M.  R.,  and  C.  A.  Simpfendorfer.  2002.  Estimation  of  mortality  of  juvenile  Blacktip  Sharks,  Carcharhinus  limbatus,  within  a  nursery  area  using  telemetry  data  Canadian  Journal  of  Fisheries  and  Aquatic  Sciences  59:624–632.   24   Hueter,  R.  E.,  M.  R.  Heupel,  E.  J.  Heist,  and  D.  B.  Keeney.  2005.  Evidence  of  philopatry  in  sharks  and  implications  for  the  management  of  shark  fisheries.  Journal  of  Northwest  Atlantic  Fishery  Science  35:239–247.  Hyatt,  M.  W.,  P.  A.  Anderson,  P.  M.  O’Donnell,  and  I.  K.  Berzins.  2012.  Assessment  of  acid-­‐base  derangements  among  Bonnethead  (Sphyrna  tiburo),  Bull  (Carcharhinus  leucas),  and  Lemon  (Negaprion  brevirostris)  Sharks  from  gillnet  and  longline  capture  and  handling  methods.  Comparative  Biochemistry  and  Physiology.  Part  A,  Molecular  &  integrative  physiology  162:113–20.  Jennings,  D.  E.,  S.  H.  Gruber,  B.  R.  Franks,  S.  T.  Kessel,  and  A.  L.  Robertson.  2008.  Effects  of  large-­‐scale  anthropogenic  development  on  juvenile  Lemon  Shark  (Negaprion  brevirostris)  populations  of  Bimini,  Bahamas.  Environmental  Biology  of  Fishes  83:369–377.  Jensen,  C.  F.,  and  G.  A.  Hopkins.  2001.  Evaluation  of  bycatch  in  the  North  Carolina  Spanish  and  King  Mackerel  sinknet  fishery  with  emphasis  on  sharks  during  October  and  November  1998  and  2000  including  historical  data  from  1996-­‐1997.  A  report  to  North  Carolina  Sea  Grant  in  fulfillment  of  the  Fisheries  Resource  Grant  Project  #  98-­‐FEG-­‐47.  Jensen,  C.  F.,  T.  Thorpe,  M.  L.  Moser,  J.  J.  Francesco,  G.  A.  Hopkins,  and  D.  Beresoff.  2002.  Shark  nursery  areas  in  North  Carolina  state  waters.  Pages  61–73  in  C.  McCandless,  J.  Pratt,  H.L.,  and  N.  Kohler,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  East  Coast  waters  of  the  United  States:  an  overview.  An  internal  report  to  NOAA’s  Highly  Migratory  Species  Office.  NOAA  Fisheries  Narragansett  Lab,  Narragansett,  RI.   25   Kajiura,  S.  M.,  and  S.  L.  Tellman.  2016.  Quantification  of  massive  seasonal  aggregations  of  Blacktip  Sharks  (Carcharhinus  limbatus)  in  Southeast  Florida.  PloS  One  11:e0150911.  Kinney,  M.,  N.  Hussey,  A.  Fisk,  A.  Tobin,  and  C.  Simpfendorfer.  2011.  Communal  or  competitive?  Stable  isotope  analysis  provides  evidence  of  resource  partitioning  within  a  communal  shark  nursery.  Marine  Ecology  Progress  Series  439:263–276.  Kitchell,  J.  F.,  T.  E.  Essington,  C.  H.  Boggs,  D.  E.  Schindler,  and  C.  J.  Walters.  2002.  The  role  of  sharks  and  longline  fisheries  in  a  pelagic  ecosystem  of  the  Central  Pacific.  Ecosystems  5:202–216.  Knip,  D.,  M.  Heupel,  and  C.  Simpfendorfer.  2010.  Sharks  in  nearshore  environments:  models,  importance,  and  consequences.  Marine  Ecology  Progress  Series  402:1–11.  Lipcius,  R.,  and  A.  Hines.  1986.  Variable  functional  responses  of  a  marine  predator  in  dissimilar  homogeneous  microhabitats.  Ecology  67:1361–1371.  Long,  D.  L.,  and  R.  E.  Jones.  1996.  White  Shark  predation  and  scavenging  on  cetaceans  in  the  Eastern  North  Pacific  Ocean.  Pages  239–307  in  A.  P.  Klimley  and  D.  G.  Ainley,  editors.  Great  White  Sharks:  the  biology  of  Carcharodon  carcharias.  Academic  Press,  San  Diego,  CA.  Love,  J.  W.,  and  P.  D.  Chase.  2007.  Marine  fish  diversity  and  composition  in  the  Mid-­‐  Atlantic  and  South  Atlantic  Bights.  Southeastern  Naturalist  6:705–714.  van  der  Maarel,  E.  1990.  Ecotones  and  ecoclines  are  different.  Journal  of  Vegetation  Science  1:135–138.   26   Mandelman,  J.  W.,  and  G.  B.  Skomal.  2009.  Differential  sensitivity  to  capture  stress  assessed  by  blood  acid-­‐base  status  in  five  carcharhinid  sharks.  Journal  of  Comparative  Physiology.  B,  Biochemical,  Systemic,  and  Environmental  Physiology  179:267–277.  Mathers,  A.  N.,  M.  S.  Passerotti,  and  J.  K.  Carlson.  2013.  Catch  and  bycatch  in  U.S.  southeast  gillnet  fisheries,  2012.  NOAA  Technical  Memorandum  NMFS-­‐SEFSC-­‐648.  McCandless,  C.  T.,  P.  Conn,  P.  Cooper,  E.  Cortés,  S.  W.  Laporte,  and  M.  F.  Nammack.  2014.  Status  review  report:  northwest  Atlantic  Dusky  Shark  (Carcharhinus   obscurus).  Report  to  the  National  Marine  Fisheries  Service,  Office  of  Protected  Resources.  72  pp.  McCandless,  C.  T.,  H.  L.  Pratt,  Jr.,  N.  E.  Kohler,  R.  R.  Merson,  and  C.  W.  Recksiek.  2007.  Distribution,  localized  abundance,  movements,  and  migrations  of  juvenile  Sandbar  Sharks  tagged  in  Delaware  Bay.  Pages  45–62  in  C.  T.  McCandless,  N.  E.  Kohler,  and  H.  L.  Pratt  Jr.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Meyer,  C.  G.,  Y.  P.  Papastamatiou,  and  K.  N.  Holland.  2010.  A  multiple  instrument  approach  to  quantifying  the  movement  patterns  and  habitat  use  of  Tiger  (Galeocerdo  cuvier)  and  Galapagos  Sharks  (Carcharhinus  galapagensis)  at  French  Frigate  Shoals,  Hawaii.  Marine  Biology  157:1857–1868.  Miller,  M.  H.,  J.  K.  Carlson,  P.  Cooper,  D.  Kobayashi,  M.  Nammack,  and  J.  Wilson.  2013.  Status  review  report:  Scalloped  Hammerhead  Shark  (Sphryna  lewini).  Report  to   27   the  National  Marine  Fisheries  Service,  Office  of  Protected  Resources.  Morgan,  A.,  and  G.  H.  Burgess.  2007.  At-­‐vessel  fishing  mortality  for  six  species  of  sharks  caught  in  the  Northwest  Atlantic  and  Gulf  of  Mexico.  Gulf  and  Carribbean  Research  19:123–129.  Morgan,  A.,  and  J.  K.  Carlson.  2010.  Capture  time,  size  and  hooking  mortality  of  bottom  longline-­‐caught  sharks.  Fisheries  Research  101:32–37.  Myers,  R.  A.,  J.  K.  Baum,  T.  D.  Shepherd,  S.  P.  Powers,  and  C.  H.  Peterson.  2007.  Cascading  effects  of  the  loss  of  apex  predatory  sharks  from  a  coastal  ocean.  Science  315:1846–1850.  NMFS.  1993.  Fishery  Management  Plan  for  Sharks  of  the  Atlantic  Ocean.  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  1999.  Final  Fishery  Management  Plan  for  Atlantic  Tuna,  Swordfish,  and  Sharks.  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2003.  Final  Amendment  1  to  the  Fisherey  Management  Plan  for  Atlantic  Tunas,  Billfish,  and  Sharks.  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2006.  Final  Consolidated  Atlantic  Highly  Migratory  Species  Fishery  Management  Plan.  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2007.  Final  Amendment  2  to  the  Consolidated  Atlantic  Highly  Migratory  Species  Fishery  Management  Plan.  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2009.  Final  Amendment  1  to  the  2006  Consolidated  Atlantic  Highly  Migratory  Species  Management  Plan,  Essential  Fish  Habitat.  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2010.  Final  Amendment  3  to  the  Consolidated  Atlantic  Highly  Migratory  Species  Fishery  Management  Plan.  Silver  Spring,  MD.   28   NMFS.  2012a.  Stock  Assessment  and  Fishery  Evaluation  (SAFE)  Report  for  Atlantic  Highly  Migratory  Species.  NMFS.  2012b.  Endangered  Species  Act  -­‐  Section  7  -­‐  Biological  Opinion  -­‐  Continued  authroization  of  Atlantic  shark  fisheries  via  the  Consolidated  HMS  Fishery  Management  Plan  as  amended  by  Amendments  3  and  4  and  the  federal  authorization  of  a  smoothound  fishery.  NMFS.  2013.  Final  Amendment  5a  to  the  2006  Consolidated  Atlantic  Highly  Migratory  Species  Fishery  Management  Plan.  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2014.  2013  Stock  Assessment  and  Fishery  Evaluation  (SAFE)  Report  for  Atlantic  Highly  Migratory  Species.  Silver  Spring,  MD.  NOAA.  2013a.  Magnuson-­‐Stevens  Act  provisions;  Implementation  of  the  Shark  Conservation  Act  of  2010.  Federal  Register  78:25685–25690.  NOAA.  2013b.  Endangered  and  Threatened  Wildlife;  90-­‐Day  finding  on  petitions  to  list  the  Great  Hammerhead  Shark  as  Threatened  or  Endangered  under  the  Endangered  Species  Act.  Federal  Register  78:24701–24707.  NOAA.  2013c.  Endangered  and  Threatened  Wildlife;  90-­‐Day  finding  on  petitions  to  list  the  Dusky  Shark  as  Threatened  or  Endangered  under  the  Endangered  Species  Act.  Federal  Register  78:29100–29110.  Pinsky,  M.  L.,  B.  Worm,  M.  J.  Fogarty,  J.  L.  Sarmiento,  and  S.  A.  Levin.  2013.  Marine  taxa  track  local  climate  velocities.  Science  341:1239–1242.  Romine,  J.  G.,  J.  a.  Musick,  and  G.  H.  Burgess.  2009.  Demographic  analyses  of  the  Dusky  Shark,  Carcharhinus  obscurus,  in  the  Northwest  Atlantic  incorporating  hooking  mortality  estimates  and  revised  reproductive  parameters.   29   Environmental  Biology  of  Fishes  84:277–289.  Schwartz,  F.  J.  2000.  Elasmobranchs  of  the  Cape  Fear  River,  North  Carolina.  Journal  of  the  Elisha  Mitchell  Scientific  Society  116:206–224.  Schwartz,  F.  J.  2012.  Bull  sharks  in  North  Carolina.  Journal  of  the  North  Carolina  Academy  of  Sciences  128:88–91.  Schwartz,  F.  J.,  J.  J.  Hoey,  C.  T.  McCandless,  and  C.  H.  Peterson.  2013.  Longline  shark  survey  data  report:  1972-­‐2011.  Morehead  City,  NC.  Schwartz,  F.  J.,  J.  O.  E.  Purifoy,  G.  Safrit,  and  R.  A.  Y.  Churchill.  2010.  Variations  in  shark  longline  catches  during  1972-­‐2008:  real  or  climatically  inferred?  Journal  of  the  North  Carolina  Academy  of  Sciences  126:28–30.  Thorpe,  T.,  and  D.  Frierson.  2009.  Bycatch  mitigation  assessment  for  sharks  caught  in  coastal  anchored  gillnets.  Fisheries  Research  98:102–112.  Thorpe,  T.,  C.  F.  Jensen,  and  M.  L.  Moser.  2004.  Relative  abundance  and  reproductive  characteristics  of  sharks  in  Southeastern  North  Carolina  coastal  waters.  Bulletin  of  Marine  Science  74:3–20.  Ulrich,  G.  F.,  C.  M.  Jones,  W.  B.  I.  Driggers,  J.  M.  Drymon,  D.  Oakley,  and  C.  Riley.  2007.  Habitat  utilization,  relative  abundance,  and  seasonality  of  sharks  in  the  estuarine  and  nearshore  waters  of  South  Carolina.  Pages  125–139  in  C.  McCandless,  N.  Kohler,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  USA.  2010.  Shark  Conservation  Act  of  2010.  United  States  of  America.  Vaudo,  J.  J.,  and  M.  R.  Heithaus.  2013.  Microhabitat  selection  by  marine   30   mesoconsumers  in  a  thermally  heterogeneous  habitat:  behavioral  thermoregulation  or  avoiding  predation  risk?  PloS  One  8:e61907.  Werry,  J.  M.,  S.  Planes,  M.  L.  Berumen,  K.  A.  Lee,  C.  D.  Braun,  and  E.  Clua.  2014.  Reef-­‐fidelity  and  migration  of  Tiger  Sharks,  Galeocerdo  cuvier,  across  the  Coral  Sea.  PloS  One  9:e83249.  Wiley,  T.,  and  C.  Simpfendorfer.  2007.  The  ecology  of  elasmobranchs  occurring  in  the  Everglades  National  Park,  Florida:  implications  for  conservation  and  management.  Bulletin  of  Marine  Science  80:171–189.  Yates,  P.  M.,  M.  R.  Heupel,  A.  J.  Tobin,  and  C.  A.  Simpfendorfer.  2012.  Diversity  in  young  shark  habitats  provides  the  potential  for  portfolio  effects.  Marine  Ecology  Progress  Series  458:269–281.           Chapter  1  Habitat  Use  by  Migratory  Coastal  Sharks  Overwintering  in  North  Carolina  Waters     Abstract       Highly  migratory  sharks  can  have  ocean-­‐scale  activity  areas,  but  often  show  fidelity  to  specific  areas  that  represent  essential  habitat  for  these  species.    The  area  of  Raleigh  Bay,  along  coastal  North  Carolina  between  Cape  Hatteras  and  Cape  Lookout,  has  long  been  regarded  as  an  important  overwintering  habitat  for  Sandbar  Sharks  (Carcharhinus  plumbeus)  and  other  shark  species,  though  this  has  been  inferred  from  mark-­‐recapture  and  telemetry  studies  originating  from  other  areas  of  the  U.S.  east  coast.    To  directly  assess  the  importance  of  Raleigh  Bay  and  the  Hatteras  Bight  as  winter  shark  habitat,  gillnet  surveys  were  conducted  in  collaboration  with  commercial  fishermen  in  February,  April,  and  November  of  2013.    All  sharks  were  identified  and  measured,  and  15  juvenile  Sandbar  Sharks  and  two  juvenile  Dusky  Sharks  (Carcharhinus  obscurus)  were  tagged  with  acoustic  transmitters.    These  sharks  were  detected  on  an  acoustic  array  deployed  off  of  Hatteras  Village  and  other  acoustic  arrays  along  the  U.S.  east  coast  through  the  Atlantic  Cooperative  Telemetry  Network  from  February  2013  through  October  2014.    Of  the  tagged  sharks,  12  Sandbar  Sharks  were  detected  across  an  area  ranging  from  New  York  City  to  Savannah,  Georgia,  though  the  majority  of  tag  detections  occurred  on  the  Hatteras  array  and  arrays  within  Chesapeake  and   32   Delaware  Bays.    Tagged  sharks  used  the  area  of  the  Hatteras  array  as  a  winter  habitat,  occurring  until  mid-­‐April,  then  returned  to  summer  habitats  in  the  Chesapeake  and  Delaware  Bays  where  they  remained  until  the  following  October.    Tagged  sharks  were  detected  returning  to  the  Hatteras  array  between  September  and  March.    Sensors  attached  to  the  acoustic  tags  showed  that  juvenile  Sandbar  Sharks  occupied  deeper  and  cooler  waters  off  of  Cape  Hatteras  than  in  their  summer  habitats.    To  more  broadly  delineate  habitat,  satellite-­‐based  sea  surface  temperature  and  chlorophyll-­‐a  concentrations  recorded  by  the  MODIS  satellite  were  overlaid  over  receiver  stations  to  identify  sea  surface  environmental  conditions  during  shark  presence  and  absence  at  the  receivers.    Boosted  regression  tree  models  were  used  to  identify  the  relative  contribution  of  temperature  and  primary  productivity  to  shark  presence,  and  to  identify  cut  points  between  high  and  low  likelihood  of  shark  presence.    Mapping  of  the  areas  falling  within  the  environmental  ranges  of  these  cut  points  revealed  that  potential  juvenile  Sandbar  Shark  habitat  is  restricted  to  an  area  within  Raleigh  Bay  and  near  the  Hatteras  Bight  during  winter  and  occurs  over  a  much  broader  area  during  other  seasons.    Raleigh  Bay  represents  essential  overwintering  habitat  for  juvenile  Sandbar  Sharks  originating  from  northern  nurseries  and  should  be  managed  carefully  for  the  sustainability  of  shark  populations.               33   Introduction       Large,  highly  migratory  marine  species  can  have  activity  spaces  that  range  across  entire  ocean  basins,  though  their  distributions  and  migratory  pathways  can  be  bounded  by  factors  such  as  water  temperature  and  areas  of  high  productivity  (Block  et  al.  2011).    Determining  the  habitat  use  patterns  of  highly  migratory  species  is  critical  at  multiple  levels  of  marine  conservation  and  management,  including  delineation  of  essential  habitat  (Speed  et  al.  2010),  assessing  potential  fishery  interactions  (Queiroz  et  al.  2016),  identifying  predator-­‐prey  interactions  (Lacroix  and  Fleming  2014),  and  predicting  range  shifts  in  response  to  climate  change  (Hazen  et  al.  2012).         Among  highly  migratory  sharks,  telemetry  efforts  have  found  that  many  species  show  site  fidelity,  returning  regularly  to  specific  coastal,  pelagic,  or  estuarine  habitats  associated  with  reproduction  or  foraging  opportunities  (Hueter  et  al.  2005,  Chapman  et  al.  2015).    Such  areas  may  be  of  disproportionate  importance  to  sustaining  populations  of  these  species  (Chapman  et  al.  2015).    In  cases  where  essential  habitats  are  located  near  shore,  sharks  using  them  may  be  subjected  to  increased  anthropogenic  effects  like  fishing  pressure  and  coastal  development  (Knip  et  al.  2010)  and  even  offshore  habitats  where  sharks  congregate  may  spatially  overlap  fishing  effort  (Queiroz  et  al.  2012,  2016).         The  coast  of  North  Carolina,  particularly  the  area  of  Raleigh  Bay  bounded  by  Cape  Hatteras  to  the  north  and  Cape  Lookout  to  the  south,  appears  to  be  especially  important  to  several  coastal  shark  species.    Jensen  and  Hopkins  (2001)  found   34   evidence  of  overwintering  habitat  use  by  12  shark  species,  including  Smooth  Dogfish  (Mustelus  canis),  Atlantic  Sharpnose  Sharks  (Rhizoprionodon  terraenovae),  and  juveniles  of  species  of  conservation  concern  such  as  Sandbar  (Carcharhinus   plumbeus)  and  Dusky  Sharks  (Carcharhinus  obscurus).    Year-­‐round  sampling  efforts  documented  18  species  in  North  Carolina  nearshore  waters,  of  which  neonates  were  captured  for  12  species  (Jensen  et  al.  2002).    Raleigh  Bay  may  be  especially  important  to  juvenile  Sandbar  Sharks,  which  were  the  second  most  common  elasmobranch  bycatch  in  the  winter  King  Mackerel  (Scomberomerus  cavalla)  fishery  off  Cape  Hatteras  (Jensen  and  Hopkins  2001)  and  the  third  most  commonly  documented  shark  species  in  a  survey  of  shark  nursery  habitats  in  North  Carolina  waters  (Jensen  et  al.  2002).    Tag-­‐recapture  studies  originating  in  known  primary  nurseries  in  New  Jersey  (Merson  and  Pratt,  Jr.  2007),  Delaware  Bay  (McCandless  et  al.  2007)  and  Chesapeake  Bay  (Grubbs  et  al.  2007)  have  identified  coastal  North  Carolina  as  overwintering  habitat  for  juveniles  of  this  species  based  on  the  number  and  density  of  recaptures  in  this  area  during  winter  months.    Grubbs  et  al.  (2007)  observed  that  while  recaptures  of  tagged  Sandbar  Sharks  during  the  summer  occurred  across  a  relatively  wide  latitudinal  range,  recaptures  from  November  through  May  occurred  almost  exclusively  in  the  latitudinal  range  of  Raleigh  Bay  (34-­‐36  degrees  North).    The  majority  of  juvenile  Sandbar  Sharks  tagged  with  pop-­‐off  satellite  tags  off  of  Virginia’s  Eastern  Shore  also  showed  a  high  concentration  of  tagged  sharks  within  this  area  during  the  winter  (Conrath  and  Musick  2008).    Due  to  the  apparent  importance  of  coastal  North  Carolina  to  Sandbar  Sharks  and  other  species,  a  time-­‐area  closure  to  bottom  longline   35   gear  was  instituted  by  the  National  Marine  Fisheries  Service  (NMFS)  that  includes  the  majority  of  federal  waters  off  of  the  state  from  January  1st  through  July  31st  every  year  (NMFS  2003).  The  unique  biogeography  of  coastal  North  Carolina  likely  contributes  to  the  diversity  of  shark  species  and  the  apparently  extensive  use  of  Raleigh  Bay.    Coastal  North  Carolina  sits  at  the  transition  zone  between  the  warm-­‐temperate  ecosystem  to  the  south  and  cooler-­‐temperate  ecosystem  to  the  north,  with  Cape  Hatteras  and  the  confluence  of  the  Gulf  Stream  and  Labrador  Current  functioning  as  the  biogeographic  break  between  the  them  (Hayden  et  al.  1984,  Fautin  et  al.  2010).    This  transition  area  also  represents  an  observable  change  in  fish  communities  (Love  and  Chase  2007),  though  intrusion  south  of  Cape  Hatteras  by  Labrador  Current  water  allows  cool-­‐temperate  species  to  occur  near  shore  in  Raleigh  Bay  (Fautin  et  al.  2010).    Because  of  its  position  on  a  biogeographic  break,  the  fish  community  along  North  Carolina’s  coast  may  be  among  the  first  to  show  observable  shifts  in  response  to  climate  change  (Parker  and  Dixon  1998).     Habitat  selection  by  sharks  is  driven  by  a  combination  of  abiotic  and  biotic  factors  (Heithaus  2007).    Though  abiotic  factors  are  often  more  intuitive  for  delineating  habitat  (Grubbs  and  Musick  2007,  Ward-­‐Paige  et  al.  2014),  satellite-­‐based  remote  sensing  allows  observation  of  biotic  factors  such  as  chlorophyll-­‐a  concentrations,  which  are  indicative  of  primary  productivity  (Friedland  et  al.  2012).    In  this  study,  the  importance  of  Cape  Hatteras  in  the  context  of  known  shark  habitats  along  the  U.S.  east  coast  was  assessed  using  a  combination  of  acoustic   36   telemetry  and  satellite  remote  sensing,  with  the  goal  of  identifying  and  spatially  delineating  potential  habitat  for  sharks  overwintering  in  North  Carolina  waters.     Methods     We  used  multiple  methods  to  identify  and  assess  coastal  shark  nursery  and  migratory  habitat  in  the  Hatteras  Bight.    Four  objectives  were  set  to  gain  a  holistic  view  of  the  patterns  of  coastal  shark  presence  off  of  Cape  Hatteras:  1  –  Survey  coastal  sharks  near  the  Hatteras  Bight  with  commercial  gillnets  to  determine  which  species  are  present  and  whether  there  is  evidence  of  nursery  habitat,  2  –  acoustically  tag  juvenile  sharks  and  identify  migratory  connections  between  their  overwintering  habitat  and  other  seasonal  habitats,  and  3  –  combine  satellite  remote  sensing  data  and  tag  detections  to  determine  the  relative  influences  of  sea  surface  temperature  and  primary  production  on  shark  habitat  selection  and  use  these  parameters  to  map  potential  seasonal  habitat.   Coastal  Shark  Survey  Shark  surveying  occurred  February  15-­‐16,  February  22,  April  3,  and  November  17,  2013  aboard  the  F/V  Bout  Time.    Sampling  occurred  in  an  area  bounded  by  Ocracoke  Inlet  to  the  west,  the  point  of  Cape  Hatteras  to  the  east,  Hatteras  Island  to  the  north,  and  12.87  km  from  shore  to  the  south.    Sharks  were  captured  using  commercial  gillnets  soaked  for  30  minutes  at  stations  chosen  by  commercial  fisherman  Chris  Hickman  based  on  the  potential  for  capturing  target  species.    Sink  gillnet  gear  137.16  m  in  length  with  15.24  cm  stretched  mesh  was   37   used  during  February,  and  gillnet  gear  comprised  of  365.76  m  of  14.61  cm  stretched  mesh  during  all  other  sampling  dates.    Temperature  (°C),  salinity  (ppt),  and  dissolved  oxygen  (mg/L)  were  recorded  using  a  YSI  model-­‐85  water  quality  meter,  and  depth  (m)  was  recorded  from  the  onboard  depth  sounder.      All  sharks  were  identified  to  species  and  sex,  total  length  (TL,  mm),  fork  length  (FL,  mm)  and  visible  life  stage  characteristics  were  recorded.    Life  stage  characteristics  included  the  presence  and  state  of  umbilical  scarring  in  juveniles,  clasper  length  in  males,  and  visible  signs  of  pregnancy  or  recent  mating  in  females.    Age  was  estimated  using  previously  published  age-­‐at-­‐length  estimates  from  studies  on  coastal  shark  species.    Potential  nursery  habitat  was  designated  by  the  presence  of  gravid  females  and  free-­‐swimming  neonates  (Castro  1993).    Catch  per  unit  effort  (CPUE,  sharks/gillnet  set)  was  used  to  measure  species  abundance.   Acoustic  Telemetry     Sharks  in  good  condition  and  within  juvenile  size  range  for  their  species  were  chosen  for  acoustic  tagging.    Tagging  procedures  were  similar  to  those  developed  by  Heupel  and  Heuter  (2001).    During  surgery,  the  shark  was  placed  in  a  state  of  tonic  immobility  by  resting  it  on  its  back  on  a  foam  operating  bed.    A  seawater  hose  was  placed  in  the  shark’s  mouth  to  maintain  water  flow  over  the  gills  during  tagging.    The  incision  site  was  chosen  at  a  location  on  the  ventral  side  of  the  shark  approximately  1/3  of  the  distance  from  the  pelvic  fins  to  the  pectoral  fins  and  the  area  surrounding  the  site  was  anesthetized  using  a  0.2  mL  injection  block  of  lidocaine.    A  2-­‐3  cm  incision  was  made  into  the  body  cavity  of  the  shark  and  a  sterilized  Vemco  V-­‐9TP  acoustic  transmitter  carrying  temperature  and  depth   38   sensors  was  inserted  through  the  incision.    The  incision  was  then  closed  using  an  interrupted  suture  pattern.    Acoustically-­‐tagged  sharks  were  marked  externally  using  a  2-­‐cm  oval  tags  attached  to  the  trailing  edge  of  the  dorsal  fin.    After  tagging,  sharks  were  placed  in  an  onboard  live  well  and  allowed  to  recover  for  up  to  30  minutes  before  release.  The  acoustic  transmitters  carried  by  the  tagged  sharks  transmitted  a  unique  ID  number,  the  current  depth  of  the  sensor  (m),  and  the  current  temperature  (°C)  every  60  seconds  at  a  69  kHz  frequency.    These  acoustic  signals  were  detected  and  recorded  on  Vemco  VR2W  69  kHz  acoustic  receivers.    In  order  to  detect  tagged  sharks  in  the  vicinity  of  Cape  Hatteras,  a  12-­‐receiver  gate-­‐style  array  was  deployed  perpendicular  to  the  shoreline  south  of  Hatteras  Village  (Figure  1).    Prior  field  testing  estimated  a  reliable  detection  range  of  800  m,  so  receivers  were  placed  1.6  km  apart  with  the  line  extending  19.31  km  from  shore.    Receiver  stations  were  anchored  to  the  bottom  using  a  36.29-­‐kg  circular  concrete  slab  secured  with  a  #13  Danforth  anchor.    The  receivers  were  suspended  approximately  1.5  m  from  the  bottom  on  a  1.8-­‐m  length  of  0.64-­‐cm  diameter  stainless  steel  cable  held  up  by  a  hard  plastic  subsurface  float.    Receiver  stations  were  connected  to  the  surface  by  1.9  cm  diameter  polypropylene  rope  attached  to  a  high-­‐flyer  buoy.    Detections  data  were  downloaded  from  the  receivers  and  maintenance  was  performed  on  the  stations  every  2-­‐6  months  as  allowed  by  local  weather.      Detections  data  were  available  from  arrays  outside  of  the  Cape  Hatteras  area  through  the  Atlantic  Cooperative  Telemetry  (ACT)  network,  which  allows  researchers  conducting  acoustic  telemetry  research  to  easily  share  detections  data   39   (Brown  2012).    All  ACT  receivers  were  assumed  to  have  a  similar  detection  range  (~  800  m)  to  the  receivers  in  the  Hatteras  array.    Detections  were  plotted  using  ESRI  ArcMap  10.1  and  grouped  into  regions  based  on  receiver  location  in  reference  to  nearby  significant  geographic  features.    Because  of  the  possibility  of  false  detections  and  other  confounding  factors,  tag  detections  were  considered  reliable  if  more  than  one  detection  was  recorded  in  the  series,  or  if  both  ID  and  sensor  signals  were  recorded.    Tag  detections  were  also  validated  spatially  and  temporally  by  comparison  with  other  detections  of  the  individual  shark  or  species;  detections  were  considered  reliable  if  they  were  consistent  with  movements  inferred  from  previous  detections  or  with  the  behavior  of  the  species  (i.e.,  not  several  kilometers  upriver).    The  total  number  of  detections  and  the  number  of  individual  sharks  detected  in  each  region  were  used  to  determine  presence  and  abundance  of  tagged  sharks,  and  were  plotted  by  calendar  week  to  combine  detections  from  both  years.  Depth  and  temperature  data  transmitted  by  the  sensors  on  the  acoustic  tags  were  used  to  compare  environmental  preferences  by  sex,  age  class  at  the  time  of  tagging  (Young-­‐of-­‐year  (YOY)  or  Age  1+,  classified  by  length),  and  array  region.    The  analysis  of  variance  (ANOVA)  procedure  was  used  to  determine  whether  environmental  differences  were  statistically  significant,  and  pairwise  comparisons  were  made  using  Tukey’s  Honestly  Significant  Difference  (HSD)  procedure.    All  calculations  were  performed  using  JMP  Pro  12  software.   Habitat  Delineation     Juvenile  shark  habitat  was  delineated  by  combining  tag  detection  data  with  concurrent  satellite-­‐based  remote  measurements  of  sea  surface  temperature  (SST,   40   °C)  and  chlorophyll-­‐a  concentration  (Chl-­‐a,  mg/m3).    Remote  sensing  data  were  recorded  by  NASA’s  Moderate  Resolution  Imaging  Spectroradiometer  (MODIS)  Aqua  satellite  (Savtchenko  et  al.  2004).    Daily  images  of  SST  and  Chl-­‐a  covering  the  total  area  of  tag  detections  (between  -­‐77.0  and  -­‐75.4  dd  longitude  and  between  37.0  and  31.0  dd  latitude)  at  a  1  km2  resolution  were  downloaded  from  the  NASA  Ocean  Color  service.    Whenever  possible,  images  recorded  during  or  within  1  day  of  tag  detections  were  used.    Using  SeaDAS  7.3  software,  sea  surface  layers  were  combined  into  monthly  mosaics  covering  the  date  range  each  month  during  which  tagged  sharks  were  detected.    For  months  containing  no  detections,  images  with  the  best  coverage  of  the  study  area  recorded  no  less  than  five  days  apart  were  used.    The  total  study  period  encompassed  February  2013  through  December  2014.    Months  were  grouped  into  migratory  seasons  (winter,  spring  migration,  summer,  fall  migration)  based  on  the  location  of  tag  detections:  winter  and  summer  were  classified  as  the  consecutive  months  during  which  most  tagged  sharks  did  not  appear  to  move  between  receiver  regions.         Environmental  data  were  extracted  at  the  locations  of  acoustic  receivers  where  tagged  sharks  were  detected  using  ArcGIS  10.1.    All  receiver  locations  were  included  for  each  month  to  ensure  environmental  data  were  extracted  for  locations  where  tagged  sharks  were  both  present  and  absent.    Relationships  between  Chl-­‐a  and  SST  were  assessed  by  season  using  ANOVA  and  linear  regression  to  determine  whether  correlations  between  these  factors  were  significant  and  positive  or  negative.    Seasonal  and  geographic  differences  in  mean  Chl-­‐a  and  SST  were  assessed   41   using  ANOVA  to  compare  seasonal  means  within  each  region  and  regional  means  within  each  season.  We  used  an  approach  similar  to  Grubbs  and  Musick  (2007),  in  which  areas  of  potential  habitat  are  identified  based  on  environmental  conditions  at  which  sharks  were  present,  to  delineate  habitat.    Boosted  regression  trees  (BRTs)  (Elith  et  al.  2008)  were  used  to  determine  the  relative  contribution  of  either  environmental  factor  to  the  presence  of  tagged  sharks.    A  binary  BRT  model  of  shark  presence/absence  based  on  SST  and  Chl-­‐a  was  generated  using  the  script  gbm.auto,  which  automates  modeling  and  mapping  functions  of  the  package  dismo  in  R  (Dedman  et  al.  2015).    In  order  to  better  identify  areas  of  potential  habitat  between  the  arrays,  cut  points  between  high  and  low  likelihood  of  detection  were  identified  by  determining  which  splits  in  SST  and  Chl-­‐a  measurements  occurred  in  the  majority  of  trees.    The  spatial  extent  of  seasonal  habitat  for  tagged  sharks  was  delineated  by  using  the  raster  calculator  tool  in  ArcGIS  10.1  to  fill  in  grid  cells  in  the  sea  surface  layers  that  fell  within  the  ranges  defined  by  cut  points  from  the  BRT  model.         Results     Coastal  Shark  Survey  Gillnet  sets  were  deployed  at  18  stations  between  Ocracoke  Inlet  and  the  point  of  Cape  Hatteras.    Environmental  factors  varied,  with  significant  differences  in  temperature  (ANOVA,  F  =  98.90,  p  <  0.0001,  df  =  2),  salinity  (ANOVA,  F  =  88.52,  p  <   42   0.0001,  df  =  2),  and  dissolved  oxygen  (ANOVA,  F  =  5.07,  p  =  0.021,  df  =  2)  between  months.    Water  temperatures  in  February  2013  were  unusually  warm,  while  environmental  measurements  in  April  were  more  representative  of  typical  late  winter  or  early  spring  conditions  (Table  1).  A  total  of  295  sharks  encompassing  seven  species  were  captured  during  2013  sampling,  of  which  196  (66.4%)  were  sandbar  sharks  (Table  2).    All  Sandbar  Sharks  were  juveniles,  falling  within  the  length  ranges  for  age  0-­‐2  individuals  (Casey  et  al.  1985,  Sminkey  and  Musick  1995).    Healed  umbilical  scars  were  present  on  25  (12.8%)  Sandbar  Sharks.    Based  on  length,  young-­‐of-­‐year  individuals  made  up  the  majority  of  Sandbar  Sharks  (108  sharks,  55.1%  of  total),  though  age-­‐1  (60  sharks,  30.6%  of  total)  and  age-­‐2  (28  sharks,  14.3%  of  total)  individuals  were  also  present.    Both  sexes  were  nearly  equally  represented  (50.5%  female,  49.5%  male).    Sandbar  Sharks  were  only  captured  in  February  but  were  extremely  abundant,  with  a  mean  CPUE  of  17.81  sharks/set.  Dusky  and  Thresher  (Alopias  vulpinus)  Sharks  within  juvenile  size  ranges  were  present  during  gillnet  sampling.    Three  Dusky  Sharks  were  captured  and  all  were  within  the  young-­‐of-­‐year  length  range  for  the  species  (Natanson  et  al.  1995,  2013).    Two  females  were  caught  in  February,  and  one  male  was  caught  in  November.    Both  Thresher  Sharks  were  females  and  captured  during  April  sampling.    One  Thresher  Shark  fell  within  the  published  length  range  for  young-­‐of-­‐year  sharks,  while  the  other  was  likely  an  age-­‐1  individual  (Natanson  2002).  Smooth  Dogfish,  Atlantic  Sharpnose  Sharks,  Scalloped  Hammerhead  Sharks  (Sphyrna  lewini),  and  Spiny  Dogfish  (Squalus  acanthias)  were  all  present  during   43   gillnet  sampling.    Based  on  published  length-­‐at-­‐age  estimates,  only  adult-­‐sized  individuals  were  captured  for  these  species  (Nammack  et  al.  1985,  Conrath  and  Musick  2002,  Loefer  and  Sedberry  2003,  Piercy  et  al.  2007,  Bubley  et  al.  2012).    Smooth  Dogfish  were  the  only  species  that  was  present  during  all  sampling  months  (Figure  2).    In  contrast,  Spiny  Dogfish  were  only  captured  in  April,  but  were  highly  abundant  (mean  CPUE  =  15.57  sharks/set).    Atlantic  Sharpnose  Sharks  were  captured  during  warm  water  sets  in  February  and  November.    Only  one  Scalloped  Hammerhead  was  caught,  an  adult  male  capture  during  February  sampling.    All  Smooth  and  Spiny  Dogfish  were  females,  and  only  two  of  16  Atlantic  Sharpnose  Sharks  were  males.    Eight  Smooth  Dogfish  and  one  Atlantic  Sharpnose  Shark  caught  in  November  were  visibly  pregnant,  but  pregnancy  stage  was  not  confirmed.   Acoustic  Telemetry  During  2013  sampling,  15  juvenile  Sandbar  Sharks  and  two  juvenile  Dusky  Sharks  were  tagged  with  acoustic  transmitters.    All  but  three  Sandbar  Sharks  fell  within  young-­‐of-­‐year  length  range,  while  the  remaining  three  were  within  the  year-­‐1  length  range  (Casey  et  al.  1985,  Sminkey  and  Musick  1995).    Both  Dusky  Sharks  fell  within  the  upper  range  of  length  measurements  for  young-­‐of-­‐year  individuals  (Natanson  et  al.  1995,  2013).    The  sex  ratio  of  tagged  sharks  was  roughly  even  for  both  species,  but  all  Age  1+  sandbar  sharks  were  males.    All  Sandbar  Sharks  and  one  Dusky  Shark  were  tagged  during  February  sampling,  and  the  second  Dusky  Shark  was  tagged  in  November  (Table  3).    All  tagged  sharks  were  captured  and  released  in  the  sampling  area  between  Ocracoke  Inlet  and  Cape  Hatteras  (Figure  3).   44   No  Dusky  Shark  tag  detections  were  recorded  on  the  Hatteras  array  or  any  other  arrays  in  the  ACT  network.    Among  the  Sandbar  Sharks,  12  of  the  15  transmitters  were  detected  along  the  U.S.  east  coast.    A  total  of  560  tag  detections  were  recorded  on  68  acoustic  receivers  within  the  ACT  Network  covering  an  area  from  New  York  to  Georgia.    The  majority  of  Sandbar  Shark  detections  ranged  from  Cape  Hatteras  to  Cape  May,  New  Jersey,  though  a  single  detection  was  recorded  near  the  mouth  of  the  Hudson  River  and  another  was  detected  in  a  tidal  creek  within  the  Herb  River  near  Savannah,  Georgia  (Figure  4).    Most  sharks  were  detected  on  stationary  arrays  of  Vemco  VR2W  receivers  maintained  in  the  Chesapeake  Bay  and  surrounding  waters  (Carter  Waterson,  U.S.  Navy,  personal  communication),  Delaware  Bay  (Dewayne  Fox  and  Lori  Brown,  Delaware  State  University,  personal  communication),  coastal  New  Jersey  (Heather  Corbett,  NJ  Division  of  Fish  and  Wildlife,  personal  communication)  and  the  Hudson  River  (Dewayne  Fox  and  Lori  Brown,  Delaware  State  University,  personal  communication).    Two  sharks  were  detected  by  a  Vemco  Mobile  Transciever  (VMT)  mounted  on  a  freely-­‐roaming  Sand  Tiger  Shark  (Carcharias  taurus)  (Haulsee  et  al.  2016),  though  exact  locations  of  tag  detections  could  not  be  determined  (Danielle  Haulsee,  University  of  Delaware,  personal  communication).  Detections  plotted  by  date  and  array  region  revealed  seasonal  movements  between  array  regions  (Figure  5).    No  Sandbar  Sharks  were  detected  on  the  Hatteras  array  after  April  21,  2013.    The  first  detection  on  the  Chesapeake  array  occurred  on  May  12,  2013,  and  six  of  the  tagged  sharks  were  detected  in  the  area  until  June  9,  2013,  after  which  none  of  the  tagged  sharks  were  detected  on  the  Chesapeake  array   45   until  July  30,  2013.    One  individual  was  detected  repeatedly  within  Delaware  Bay  and  near  the  coast  of  Cape  May  from  June  15  –  September  16,  2013.    Tagged  sharks  returned  to  the  Chesapeake  region  July  30,  2013  and  six  individuals  were  detected  within  that  array  until  October  21,  2013.    Despite  the  loss  of  eight  of  the  12  receivers  over  the  course  of  the  study  period,  the  Hatteras  array  recorded  three  individual  Sandbar  Sharks  in  the  fall,  winter,  and  spring,  with  detections  made  September  30,  December  4,  2013,  and  March  13,  2014.    In  2014,  juvenile  Sandbar  Sharks  returned  to  the  Chesapeake  region  May  25  and  were  detected  within  the  array  through  October  16.    No  reliable  tag  detections  were  recorded  in  the  Delaware  region  in  2014.   Some  of  the  tagged  sharks  did  not  appear  to  follow  the  same  movement  patterns.    Three  sharks  recorded  on  the  Hatteras  array  in  2013  were  never  detected  on  the  Chesapeake  or  Delaware  Bay  arrays,  and  one  of  these  sharks  returned  to  the  Hatteras  region  in  September  (Figure  5).    The  shark  that  returned  (shark  10847)  was  detected  in  the  Herb  River,  tidal  estuary  east  of  Savannah,  Georgia,  on  August  24  the  following  summer.    One  individual  (shark  10848)  appeared  to  move  north  into  the  Chesapeake  region  consistently  with  other  tagged  sharks,  but  after  May  14,  2013  the  movement  pattern  of  this  shark  changed.    Most  detections  of  this  tag  after  this  date  recorded  only  the  depth  sensor,  though  the  temperature  sensor  was  detected  once.    Between-­‐region  movements  inferred  from  the  detections  data  were  much  faster  than  for  the  other  juvenile  Sandbar  Sharks,  with  the  tag  detected  in  the  Chesapeake  array  on  May  14  before  being  redetected  along  the  Delaware  coast  on  May  18,  nearly  a  month  before  any  other  tag  detections  in  the  Delaware  region,  and   46   appearing  to  reach  the  Hudson  River  by  June  16,  2013.    Because  the  aberrant  behavior  of  sharks  10847  and  10848  could  not  be  compared  with  any  other  tagged  sharks,  detections  of  shark  10847  in  the  Savannah  region  and  detections  of  shark  10848  after  May  14,  2013  were  excluded  from  further  analysis.  Generally,  the  Chesapeake  region  recorded  both  the  highest  number  of  tag  detections  and  the  highest  number  of  individual  sharks  (Figure  6).    Detections  within  the  Chesapeake  array  peaked  in  June  and  late  August  with  a  dip  in  both  total  detections  and  number  of  sharks  from  mid-­‐July  to  mid-­‐August.    The  Hatteras  region  detected  the  most  sharks  during  the  winter  months,  though  damage  to  the  array  likely  resulted  in  fewer  detections  recorded  later  in  the  year.    Detections  in  the  Delaware  region  overlapped  with  the  timing  of  detections  in  the  Chesapeake  array,  but  tagged  sharks  appeared  to  arrive  later  and  leave  earlier  in  the  year  in  the  Delaware  region.    Only  one  individual  shark  was  detected  in  the  Delaware  region.  The  sensors  attached  to  the  acoustic  tags  provided  254  reliable  depth  recordings  and  245  reliable  temperature  recordings.    Overall,  juvenile  Sandbar  Sharks  were  detected  at  depths  between  1.32  and  29.02  m  and  between  13.04  and  27.95  °C  water  temperature.    When  sensor  data  were  plotted  by  week,  juvenile  Sandbar  Sharks  appeared  to  occupy  shallower  depths  and  higher  temperatures  during  the  summer  and  fall  (Figure  7).  Depth  and  temperature  data  transmitted  by  sensors  did  not  show  significant  differences  in  these  environmental  factors  between  Age  1+  and  YOY  Sandbar  Sharks,  but  females  were  detected  at  significantly  deeper  depths  than  males  (Table  4).    Tagged  sharks  were  detected  at  significantly  different  depths  in  all  three  regions,   47   occurring  at  the  shallowest  depths  in  the  Delaware  region  and  the  deepest  depths  in  the  Hatteras  region  (Table  5).    Temperatures  at  which  tagged  sharks  were  detected  were  not  significantly  different  between  the  Chesapeake  and  Delaware  array  regions,  but  were  significantly  lower  than  all  other  regions  in  the  Hatteras  array  (Table  5).   Habitat  Delineation     Based  on  the  timing  of  tag  detections  in  different  regions,  the  months  of  January  through  March  were  classified  as  Winter,  April  through  June  as  Spring  Migration,  July  through  September  as  Summer,  and  October  through  December  as  Fall  Migration.    Correlations  between  Chl-­‐a  and  SST  were  negative  during  all  seasons  except  summer,  though  the  relationship  was  only  statistically  significant  during  winter  (Table  6).    The  Hatteras  region  consistently  showed  the  highest  mean  SST  and  lowest  mean  Chl-­‐a  regardless  of  season,  but  the  highest  Chl-­‐a  measurements  within  the  Hatteras  region  occurred  during  winter  (Table  7).     The  best-­‐fitting  binary  BRT  model  showed  that  SST  contributed  a  slightly  greater  percentage  of  tree  splits  to  the  model  than  Chl-­‐a  (Table  8).    The  effect  of  SST  on  the  probability  of  detecting  a  tagged  Sandbar  Shark  increased  in  a  stepwise  fashion  and  comparison  with  detection  data  showed  that  each  step  represented  a  minimum  cut  point  for  a  different  season  (Figure  8).    Chl-­‐a  had  a  more  consistent  effect  on  Sandbar  Shark  detection  probability  across  seasons,  and  the  marginal  effect  plot  showed  minimum  and  maximum  cut  points  associated  with  elevated  tag  detection  probability  (Figure  8).   48     Projected  habitat  maps  showed  that  potential  juvenile  Sandbar  Shark  habitat  was  spatially  restricted  during  winter  to  near  shore  Raleigh  Bay,  specifically  the  area  between  Ocracoke  Inlet  and  Diamond  Shoals  off  of  Cape  Hatteras  (Figure  9).    Potential  spring  and  fall  habitats  covered  the  greatest  spatial  extent,  but  all  projected  habitats  fell  relatively  near  the  coast.    Summer  habitat  appeared  to  be  mostly  contained  within  estuaries  and  near  shore  Mid-­‐Atlantic  waters  between  Virginia  Beach  and  Long  Island,  New  York.    During  all  seasons,  potential  habitat  was  projected  near  shore  south  of  Cape  Fear  into  South  Carolina  waters.    Habitat  was  also  projected  within  Pamlico  Sound  and  other  North  Carolina  estuaries  during  all  seasons.    The  spatial  extent  of  juvenile  Sandbar  Shark  habitat  fell  within  northern  and  near  shore  portions  of  the  Mid-­‐Atlantic  shark  closed  area  during  winter,  spring,  and  fall  (Figure  9).     Discussion       The  results  of  this  study  confirm  that  Raleigh  Bay,  particularly  the  northern  extent  between  Ocracoke  Inlet  and  Diamond  Shoals,  is  important  overwintering  habitat  for  juvenile  Sandbar  Sharks.    In  addition,  species  of  conservation  concern  (Dusky  Shark,  Scalloped  Hammerhead,  Thresher  Shark)  and  important  to  local  fisheries  (Atlantic  Sharpnose  Shark,  Smooth  Dogfish,  Spiny  Dogfish)  were  present  during  the  winter  study  period.    All  tagged  juvenile  Sandbar  Sharks  were  using  the  area  within  detection  range  of  the  Hatteras  array  as  overwintering  habitat,  and  most  tagged  sharks  returned  to  Chesapeake  Bay,  though  one  was  also  detected  in   49   Delaware  Bay  and  another  appeared  to  travel  south.    Sensor  tag  data  showed  evidence  for  difference  in  habitat  use  patterns  between  winter  and  summer  habitats,  with  tagged  sharks  occupying  significantly  cooler  and  deeper  water  in  the  Hatteras  region.    A  combination  of  relatively  warm  temperature  and  high  productivity  appears  to  concentrate  potential  juvenile  Sandbar  Shark  habitat  within  Raleigh  Bay  during  the  winter,  which  may  make  this  area  essential  habitat  for  the  species.     All  coastal  sharks  captured  during  gillnet  sampling  were  members  of  the  winter  shark  assemblage  observed  by  Jensen  and  Hopkins  (2001)  off  of  Cape  Hatteras.    Among  the  species  documented  within  Raleigh  Bay  are  Scalloped  Hammerhead  and  Dusky  Sharks,  which  recently  have  been  discussed  for  protection  under  the  U.S.  Endangered  Species  Act  (Miller  et  al.  2013,  McCandless  et  al.  2014).    The  NMFS  coastal  shark  bottom  longline  survey  has  consistently  captured  greater  numbers  of  Dusky  Sharks  within  the  Mid-­‐Atlantic  Shark  Closure  Area  along  coastal  North  Carolina  (NMFS  2003),  particularly  within  or  adjacent  to  Raleigh  Bay,  than  other  areas  along  the  U.S.  southeastern  coast  (McCandless  et  al.  2014).    Other  species  encountered  during  gillnet  sampling  are  important  to  fisheries:  Atlantic  Sharpnose  Sharks  are  the  most  commonly-­‐landed  species  in  longline  and  gillnet  fisheries  targeting  coastal  sharks  (NMFS  2015a)  and  Spiny  and  Smooth  Dogfish  support  the  highest-­‐volume  shark  fisheries  in  the  United  States  (NMFS  2015b).    The  Smooth  Dogfish  gillnet  fishery  is  particularly  active  in  North  Carolina  waters,  which  has  consistently  been  one  of  the  states  with  the  highest  landings  in  this  fishery  (SEDAR  2015).    The  overlap  of  species  of  high  conservation  concern  with  species   50   targeted  by  fisheries  may  create  complications  for  the  management  of  coastal  shark  and  other  local  fisheries.     Though  other  efforts  to  track  juvenile  Sandbar  Sharks  have  established  the  importance  of  coastal  North  Carolina  as  overwintering  habitat  (Grubbs  et  al.  2007,  McCandless  et  al.  2007,  Conrath  and  Musick  2008),  this  study  is  the  first  to  use  acoustic  telemetry  to  track  this  species  from  its  overwintering  habitat  to  their  summer  nurseries.    Tagging  effort  on  Sandbar  Sharks  occurred  only  over  the  course  of  one  day  and  a  relatively  low  number  were  tagged  within  a  small  spatial  area.    Despite  this,  two  estuaries  known  to  function  as  summer  habitat  were  represented  among  the  tagged  sharks,  with  another  shark  potentially  associated  with  nursery  habitats  south  of  Cape  Fear.    This  finding,  paired  with  the  unexpectedly  high  CPUE  during  February  sampling,  suggests  that  juvenile  Sandbar  Sharks  originating  from  multiple  summer  nurseries  concentrate  within  the  same  area  south  of  Cape  Hatteras  during  the  winter.    This  may  also  explain  observations  by  local  fishermen  of  high  Sandbar  Shark  abundance  specifically  associated  with  Diamond  Shoals  and  the  Hatteras  Bight  (Chapter  4,  this  volume).     Habitat  use  patterns  inferred  from  sensor  tags  corroborate  those  observed  by  Conrath  and  Musick  (2008),  with  tagged  Sandbar  Sharks  occurring  at  greater  depths  and  lower  temperatures  within  overwintering  habitat.    Occurring  at  lower  temperatures  is  expected  during  winter,  and  preference  for  deeper  habitats  may  be  represent  selection  the  warmest  part  of  the  water  column  in  an  area  with  vertical  thermal  stratification.    This  potential  explanation  is  supported  by  the  fact  that  SST  was  generally  lower  than  the  water  temperatures  recorded  by  acoustic  sensor  tags.     51   Selection  of  specific  parts  of  the  water  column  is  common  among  pelagic  sharks,  perhaps  best  exemplified  by  the  Blue  Shark  (Prionace  glauca),  which  moves  vertically  between  surface  and  bathypelagic  depths  following  prey  and  temperature  fronts  (Queiroz  et  al.  2012).    The  only  significant  difference  in  habitat  use  between  demographic  groups  was  an  apparent  preference  for  shallower  depths  among  males,  though  this  may  be  a  result  of  a  single  male  shark  making  up  the  majority  of  tag  detections  in  the  Delaware  region.         Remote  sensing  data  provided  a  potential  explanation  for  why  Raleigh  Bay  concentrates  juvenile  sandbar  sharks  from  multiple  summer  habitats  (Merson  and  Pratt,  Jr.  2001,  2007,  Grubbs  et  al.  2007,  McCandless  et  al.  2007,  Conrath  and  Musick  2008)  as  well  as  several  other  shark  species  (Jensen  and  Hopkins  2001,  Jensen  et  al.  2002).    Model  results  showed  that  juvenile  sandbar  shark  presence  could  be  predicted  using  SST  and  Chl-­‐a  measurements  in  combination,  with  sharks  occurring  in  relatively  warm  water  temperatures  with  high  productivity.    During  winter,  the  significant  negative  correlation  between  SST  and  Chl-­‐a  may  require  trade-­‐offs  in  habitat  selection  for  juvenile  Sandbar  Sharks  between  water  temperatures  within  thermal  tolerance  range  and  high  productivity.    However,  though  Chl-­‐a  measurements  were  still  lower  during  winter  in  the  Hatteras  region  than  the  other  array  regions,  the  highest  Chl-­‐a  concentrations  recorded  in  the  Hatteras  region  occurred  during  winter.    Spatial  habitat  delineation  showed  that  potential  juvenile  Sandbar  Shark  winter  habitat  occurred  within  a  relatively  small  spatial  area  associated  with  Cape  Hatteras  where  SST  measurements  and  Chl-­‐a  measurements  over  their  respective  minimum  winter  cut  points  overlapped.    Near  Cape  Hatteras,   52   the  proximity  of  the  shelf  break  and  Gulf  Stream  combine  with  wind  direction  to  create  areas  of  high  productivity  south  of  the  Hatteras  Bight  during  the  winter  (Lohrenz  et  al.  2002).    Therefore  the  unique  geography  of  Cape  Hatteras  allows  overwintering  juvenile  Sandbar  Sharks  to  mitigate  the  trade-­‐off  between  temperature  and  productivity.     Habitat  delineation  also  revealed  a  broad  area  within  Onslow  Bay  between  Cape  Lookout  and  Cape  Fear  where  potential  habitat  was  consistently  absent.    Sandbar  Sharks  are  known  to  use  estuaries  along  the  South  Carolina  coast  as  primary  nurseries  (Abel  et  al.  2007,  Ulrich  et  al.  2007)  and  have  been  observed  pupping  within  North  Carolina  waters  (Jensen  et  al.  2002)  but  Sandbar  Sharks  from  southern  nurseries  are  not  known  to  use  Raleigh  Bay  as  overwintering  habitat.    Only  three  Sandbar  Sharks  tagged  in  South  Carolina  waters  have  been  recaptured  off  of  North  Carolina,  all  of  which  were  captured  during  spring  or  fall  months,  and  of  these  only  one  occurred  near  Cape  Hatteras  (Brian  Frazier,  SC  Department  of  Natural  Resources,  personal  communication).    Some  sharks  tagged  in  northern  summer  habitats  have  been  recaptured  during  summer  months  in  areas  south  of  Cape  Fear,  indicating  that  some  juvenile  Sandbar  Sharks  may  remain  in  southern  waters  without  migrating  back  to  their  primary  nurseries  (McCandless  et  al.  2007).    Detection  of  one  of  this  study’s  tagged  sharks  in  the  Herb  River  near  Savannah,  Georgia  suggests  that  this  may  have  occurred,  though  the  removal  of  the  Hatteras  array  following  severe  weather  damage  in  May  2014  prevented  confirmation  of  that  shark’s  return  to  Hatteras  the  following  winter.    Habitat  delineation  results  paired  with  evidence  of  a  lack  of  a  regular  migratory  connection  from  previous  tagging   53   studies  suggests  that  the  broad  area  of  presumably  unsuitable  habitat  within  Onslow  Bay  may  isolate  juvenile  Sandbar  Sharks  overwintering  off  of  Cape  Hatteras  from  those  using  coastal  South  Carolina  as  primary  nursery  habitat.    The  possibility  of  resident  juvenile  Sandbar  Sharks  is  also  plausible,  based  on  the  delineation  of  potential  habitat  within  Pamlico  Sound  and  the  presence  of  juveniles  within  estuarine  North  Carolina  waters  during  summer  months  (Jensen  et  al.  2002,  Chapters  2  and  3,  this  volume).     The  choice  of  environmental  parameters  used  to  delineate  juvenile  Sandbar  Shark  habitat  was  driven  by  the  availability  of  equipment  as  well  as  standard  measures  used  in  other  studies  on  highly  migratory  marine  species  (e.g.  Block  et  al.  2011).    While  cholorphyll-­‐a  concentrations  are  more  directly  associated  with  planktivorous  species  (Curtis  et  al.  2014),  satellite  telemetry  data  have  also  shown  that  high  trophic  level  predators  are  often  associated  with  this  feature  (Block  et  al.  2011).    Chlorophyll-­‐a  concentrations  are  indicative  of  high  primary  productivity  and  phytoplankton  abundance,  which  can  support  higher  trophic  levels  and  ultimately  provide  food  sources  for  predators  (Block  et  al.  2011,  Friedland  et  al.  2012).    Delineating  habitat  based  solely  on  SST  and  Chl-­‐a  proved  to  be  effective  and  provided  realistic  and  intuitive  results,  but  other  environmental  factors  likely  play  an  important  role.    Salinity  can  be  an  especially  important  component  of  habitat  selection  by  sharks  in  near  shore  and  estuarine  environments  (Abel  et  al.  2007,  Grubbs  and  Musick  2007,  Froeschke  et  al.  2010,  Chapter  2,  this  volume),  but  satellite-­‐based  remote  sensing  of  sea  surface  salinity  has  only  recently  become  available  (Reul  et  al.  2013).    The  indirect  effect  of  salinity  may  be  observable   54   through  the  maximum  Chl-­‐a  cut  point,  as  the  highest  Chl-­‐a  concentrations  tended  to  occur  in  the  upper  reaches  of  estuaries  and  estuarine  Sandbar  Shark  habitat  is  limited  by  salinity  (Grubbs  and  Musick  2007,  see  also  Chapter  2,  this  volume).  All  of  these  environmental  factors  serve  to  concentrate  juvenile  Sandbar  Sharks  within  winter  habitat  near  Cape  Hatteras,  with  important  implications  for  area  fisheries.    Fishermen  operating  in  this  area  report  that  juvenile  Sandbar  Sharks  can  be  abundant  to  the  point  of  becoming  a  nuisance,  and  because  this  species  is  prohibited  outside  of  the  limited-­‐access  research  fishery,  encounters  with  large  numbers  of  juvenile  Sandbar  Sharks  represent  lost  time  (Chapter  4,  this  volume).    In  addition,  the  Mid-­‐Atlantic  shark  closed  area  effectively  prohibits  the  use  of  bottom  longline  gear  in  North  Carolina  ocean  waters  for  half  the  year  (NMFS  2003).    Potential  habitat  was  delineated  near  shore  and  confined  to  the  northern  portions  of  the  closed  area,  suggesting  that  portions  of  the  bottom  longline  closed  area  south  of  Cape  Lookout  may  not  contribute  as  much  protection  for  juvenile  Sandbar  Sharks.    However,  the  extent  of  essential  habitat  for  other  species  of  concern  such  as  Dusky  and  Scalloped  Hammerhead  Sharks  should  be  assessed  before  any  changes  to  the  Mid-­‐Atlantic  shark  closed  are  made.     Boosted  regression  tree  models  have  a  number  of  advantages  in  ecological  applications,  including  the  ability  to  handle  multiple  data  types  and  distributions,  the  ability  to  provide  both  explanatory  and  predictive  results,  and  greater  predictive  power  through  the  fitting  of  multiple  trees  (Elith  et  al.  2008).    Regression  tree  analysis  was  used  by  Grubbs  and  Musick  (2007)  to  delineate  juvenile  Sandbar  Shark  habitat  within  Chesapeake  Bay  based  on  environmental  cut  points  between  high  and   55   low  shark  CPUE.    Boosted  trees  have  been  used  to  identify  habitat  for  coastal  sharks  within  Texas  estuaries  (Froeschke  et  al.  2010)  and  skates  in  the  Irish  Sea  (Dedman  et  al.  2015)  by  interpolating  predicted  presence  or  abundance  from  the  model  results  across  the  study  area.    Due  to  the  limited  spatial  coverage  by  the  acoustic  arrays  used  to  detect  tag  sharks  and  the  desire  to  identify  potential  habitat  outside  of  the  coverage  area  of  the  arrays,  these  approaches  were  combined  by  using  cut  points  from  the  boosted  trees  to  fill  in  areas  of  habitat  falling  within  environmental  ranges  of  high  likelihood  of  shark  presence.    This  method  provided  the  broadest  coverage  for  assessing  potential  habitat  but  was  also  dependent  on  the  accuracy  and  completeness  of  the  satellite  data  layers.    If  shark  presence/abundance  data  points  have  a  more  even  spatial  distribution  it  may  be  more  appropriate  to  interpolate  predictions  of  shark  presence  or  abundance  rather  than  rely  on  the  resolution  of  the  environmental  data.     An  important  caveat  is  that  shark  habitat  was  delineated  based  on  tag  detections  on  arrays  that  were  primarily  distributed  north  of  Cape  Hatteras.    Only  one  array  south  of  Cape  Hatteras  detected  any  tagged  sharks.    Delineated  habitat  may  represent  the  preferred  habitat  ranges  for  Sandbar  Sharks  originating  from  northern  primary  nurseries  and  may  not  reflect  environmental  ranges  preferred  by  sharks  in  southern  nurseries.    Acoustic  tagging  of  juvenile  Sandbar  Sharks  from  nurseries  in  South  Carolina  and  Georgia  could  be  used  to  illuminate  the  full  extent  of  their  migrations  and  identify  differences  in  environmental  preferences  between  juveniles  from  primary  nurseries  north  and  south  of  Cape  Hatteras.   56     In  the  open  ocean,  predator  movements  are  often  driven  by  trade-­‐offs  between  temperature  and  productivity  (Block  et  al.  2011,  Queiroz  et  al.  2012,  Hazen  et  al.  2012)  and  our  results  suggest  similar  motivations  for  highly  migratory  coastal  species  such  as  Sandbar  Sharks.    The  spatial  extent  of  potential  habitat  for  juvenile  Sandbar  Sharks  seems  to  be  restricted  to  an  area  between  Ocracoke  Inlet  and  the  Hatteras  Bight  during  the  winter,  which  means  sharks  in  this  area  are  likely  more  concentrated  and  possibly  more  vulnerable  to  exploitation  or  environmental  degradation  (Knip  et  al.  2010).    These  results  reinforce  the  importance  of  northern  Raleigh  Bay  and  Cape  Hatteras  as  overwintering  habitat  for  juvenile  Sandbar  Sharks,  and  potentially  other  species  as  well.    The  potential  effects  of  fishery  management  and  marine  spatial  planning  policies  on  shark  populations  overwintering  in  this  area  should  be  carefully  considered.     References    Abel,  D.  C.,  R.  F.  Young,  J.  A.  Garwood,  M.  J.  Travaline,  and  B.  K.  Yednock.  2007.  Survey  of  the  shark  fauna  in  two  South  Carolina  estuaries  and  the  impact  of  salinity  structure.  Pages  109–124  in  C.  McCandless,  N.  Kohler,  and  J.  Pratt,  H.L.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Block,  B.  A.,  I.  D.  Jonsen,  S.  J.  Jorgensen,  A.  J.  Winship,  S.  A.  Shaffer,  S.  J.  Bograd,  E.  L.  Hazen,  D.  G.  Foley,  G.  A.  Breed,  A.-­‐L.  Harrison,  J.  E.  Ganong,  A.  Swithenbank,  M.   57   Castleton,  H.  Dewar,  B.  R.  Mate,  G.  L.  Shillinger,  K.  M.  Schaefer,  S.  R.  Benson,  M.  J.  Weise,  R.  W.  Henry,  and  D.  P.  Costa.  2011.  Tracking  apex  marine  predator  movements  in  a  dynamic  ocean.  Nature  475:86–90.  Brown,  L.  M.  2012.  Using  networks  to  enhance  telemetry  research  in  the  eastern  United  States:  The  Atlantic  Cooperative  Telemetry  Network.  142nd  Annual  Meeting  of  the  American  Fisheries  Society,  Little  Rock,  AR.    Bubley,  W.  J.,  J.  Kneebone,  J.  A.  Sulikowski,  and  P.  C.  W.  Tsang.  2012.  Reassessment  of  Spiny  Dogfish  Squalus  acanthias  age  and  growth  using  vertebrae  and  dorsal-­‐fin  spines.  Journal  of  Fish  Biology  80:1300–1319.  Casey,  J.,  H.  L.  Pratt,  Jr.,  and  C.  E.  Stillwell.  1985.  Age  and  growth  of  the  Sandbar  Shark  (Carcharhinus  plumbeus)  from  the  Western  North  Atlantic.  Canadian  Journal  of  Fisheries  and  Aquatic  Sciences  42:963–975.  Castro,  J.  I.  1993.  The  shark  nursery  of  Bulls  Bay,  South  Carolina,  with  a  review  of  the  shark  nurseries  of  the  southeastern  coast  of  the  United  States.  Environmental  Biology  of  Fishes  38:37–48.  Chapman,  D.  D.,  K.  a.  Feldheim,  Y.  P.  Papastamatiou,  and  R.  E.  Hueter.  2015.  There  and  back  again:  A  Review  of  residency  and  return  migrations  in  sharks,  with  implications  for  population  structure  and  management.  Annual  Review  of  Marine  Science  7:547–570.  Conrath,  C.  L.,  and  J.  A.  Musick.  2002.  Age  and  growth  of  the  Smooth  Dogfish  (Mustelus  canis)  in  the  northwest  Atlantic  Ocean.  Fishery  Bulletin  100:674–682.  Conrath,  C.  L.,  and  J.  a.  Musick.  2008.  Investigations  into  depth  and  temperature  habitat  utilization  and  overwintering  grounds  of  juvenile  Sandbar  Sharks,   58   Carcharhinus  plumbeus:  the  importance  of  near  shore  North  Carolina  waters.  Environmental  Biology  of  Fishes  82:123–131.  Curtis,  T.,  S.  Zeeman,  E.  Summers,  S.  Cadrin,  and  G.  Skomal.  2014.  Eyes  in  the  sky:  linking  satellite  oceanography  and  biotelemetry  to  explore  habitat  selection  by  basking  sharks.  Animal  Biotelemetry  2:12.  Dedman,  S.,  R.  Officer,  D.  Brophy,  M.  Clarke,  and  D.  G.  Reid.  2015.  Modelling  abundance  hotspots  for  data-­‐poor  Irish  Sea  rays.  Ecological  Modelling  312:77–90.  Elith,  J.,  J.  R.  Leathwick,  and  T.  Hastie.  2008.  A  working  guide  to  boosted  regression  trees.  The  Journal  of  Animal  Ecology  77:802–13.  Fautin,  D.,  P.  Dalton,  L.  S.  Incze,  J.-­‐A.  C.  Leong,  C.  Pautzke,  A.  Rosenberg,  P.  Sandifer,  G.  Sedberry,  J.  W.  Tunnell,  I.  Abbott,  R.  E.  Brainard,  M.  Brodeur,  L.  G.  Eldredge,  M.  Feldman,  F.  Moretzsohn,  P.  S.  Vroom,  M.  Wainstein,  and  N.  Wolff.  2010.  An  overview  of  marine  biodiversity  in  United  States  waters.  PloS  one  5:e11914.  Friedland,  K.  D.,  C.  Stock,  K.  F.  Drinkwater,  J.  S.  Link,  R.  T.  Leaf,  B.  V  Shank,  J.  M.  Rose,  C.  H.  Pilskaln,  and  M.  J.  Fogarty.  2012.  Pathways  between  primary  production  and  fisheries  yields  of  large  marine  ecosystems.  PloS  one  7:e28945.  Froeschke,  J.,  G.  Stunz,  and  M.  Wildhaber.  2010.  Environmental  influences  on  the  occurrence  of  coastal  sharks  in  estuarine  waters.  Marine  Ecology  Progress  Series  407:279–292.  Grubbs,  R.  D.,  and  J.  A.  Musick.  2007.  Spatial  delineation  of  summer  nursery  areas  for  juvenile  Sandbar  Sharks  in  Chesapeake  Bay,  Virginia.  Pages  63–85  in  C.  T.  McCandless,  N.  E.  Kohler,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of   59   the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Grubbs,  R.  D.,  J.  A.  Musick,  C.  L.  Conrath,  and  J.  G.  Romine.  2007.  Long-­‐term  movements,  migration,  and  temporal  delineation  of  a  summer  nursery  for  juvenile  Sandbar  Sharks  in  the  Chesapeake  Bay  region.  Pages  87–107  in  C.  T.  McCandless,  N.  E.  Kohler,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Haulsee,  D.  E.,  D.  A.  Fox,  M.  W.  Breece,  T.  M.  Clauss,  and  M.  J.  Oliver.  2016.  Implantation  and  recovery  of  long-­‐term  archival  transceivers  in  a  migratory  shark  with  high  site  fidelity.  PloS  one  11:e0148617.  Hayden,  B.  P.,  C.  Ray,  and  P.  D.  Columbia.  1984.  Classification  of  coastal  and  marine  environments.  Environmental  Conservation  11:199–207.  Hazen,  E.  L.,  S.  Jorgensen,  R.  R.  Rykaczewski,  S.  J.  Bograd,  D.  G.  Foley,  I.  D.  Jonsen,  S.  A.  Shaffer,  J.  P.  Dunne,  D.  P.  Costa,  L.  B.  Crowder,  and  B.  A.  Block.  2012.  Predicted  habitat  shifts  of  Pacific  top  predators  in  a  changing  climate.  Nature  Climate  Change  3:234–238.  Heithaus,  M.  R.  2007.  Nursery  areas  as  essential  shark  habitats:  a  theoretical  perspective.  Pages  3–13  in  C.  McCandless,  N.  Kohler,  and  J.  Pratt,  H.L.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Heupel,  M.  R.,  and  R.  E.  Heuter.  2001.  Use  of  an  automated  acoustic  telemetry  system   60   to  passively  track  juvenile  Blacktip  Shark  movements.  Pages  217–236  in  J.  R.  Sibert  and  J.  L.  Nielsen,  editors.  Electronic  Tagging  and  Tracking  in  Marine  Fisheries.  Springer  Netherlands,  Dordrecht.  Hueter,  R.  E.,  M.  R.  Heupel,  E.  J.  Heist,  and  D.  B.  Keeney.  2005.  Evidence  of  philopatry  in  sharks  and  implications  for  the  management  of  shark  fisheries.  Journal  of  Northwest  Atlantic  Fishery  Science  35:239–247.  Jensen,  C.  F.,  and  G.  A.  Hopkins.  2001.  Evaluation  of  bycatch  in  the  North  Carolina  Spanish  and  King  Mackerel  sinknet  fishery  with  emphasis  on  sharks  during  October  and  November  1998  and  2000  including  historical  data  from  1996-­‐1997.  A  report  to  North  Carolina  Sea  Grant  in  fulfillment  of  the  Fisher  Resource  Grant  Project  #  98FEG-­‐47.  Jensen,  C.  F.,  T.  Thorpe,  M.  L.  Moser,  J.  J.  Francesco,  G.  A.  Hopkins,  and  D.  Beresoff.  2002.  Shark  nursery  areas  in  North  Carolina  state  waters.  Pages  61–73  in  C.  McCandless,  J.  Pratt,  H.L.,  and  N.  Kohler,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  East  Coast  waters  of  the  United  States:  an  overview.  An  internal  report  to  NOAA’s  Highly  Migratory  Species  Office.  NOAA  Fisheries  Narragansett  Lab,  Narragansett,  RI.  Knip,  D.,  M.  Heupel,  and  C.  Simpfendorfer.  2010.  Sharks  in  nearshore  environments:  models,  importance,  and  consequences.  Marine  Ecology  Progress  Series  402:1–11.  Lacroix,  G.  L.,  and  I.  Fleming.  2014.  Large  pelagic  predators  could  jeopardize  the  recovery  of  endangered  Atlantic  salmon.  Canadian  Journal  of  Fisheries  and  Aquatic  Sciences  71:343–350.   61   Loefer,  J.  K.,  and  G.  R.  Sedberry.  2003.  Life  history  of  the  Atlantic  Sharpnose  Shark  (Rhizoprionodon  terraenovae)  (Richardson,  1836)  off  the  southeastern  United  States.  Fishery  Bulletin  101:75–88.  Lohrenz,  S.  E.,  D.  G.  Redalje,  P.  G.  Verity,  C.  N.  Flagg,  and  K.  V.  Matulewski.  2002.  Primary  production  on  the  continental  shelf  off  Cape  Hatteras,  North  Carolina.  Deep  Sea  Research  Part  II:  Topical  Studies  in  Oceanography  49:4479–4509.  Love,  J.  W.,  and  P.  D.  Chase.  2007.  Marine  fish  diversity  and  composition  in  the  Mid-­‐  Atlantic  and  South  Atlantic  Bights.  Southeastern  Naturalist  6:705–714.  McCandless,  C.  T.,  P.  Conn,  P.  Cooper,  E.  Cortés,  S.  W.  Laporte,  and  M.  F.  Nammack.  2014.  Status  review  report:  northwest  Atlantic  Dusky  Shark  (Carcharhinus   obscurus).  Silver  Spring,  MD.  McCandless,  C.  T.,  H.  L.  Pratt,  Jr.,  N.  E.  Kohler,  R.  R.  Merson,  and  C.  W.  Recksiek.  2007.  Distribution,  localized  abundance,  movements,  and  migrations  of  juvenile  Sandbar  Sharks  tagged  in  Delaware  Bay.  Pages  45–62  in  C.  T.  McCandless,  N.  E.  Kohler,  and  H.  L.  Pratt  Jr.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Merson,  R.  R.,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.  2001.  Distribution,  movements  and  growth  of  young  Sandbar  Sharks,  Carcharhinus  plumbeus,  in  the  nursery  grounds  of  Delaware  Bay.  Environmental  Biology  of  Fishes  61:13–24.  Merson,  R.  R.,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.  2007.  Sandbar  Shark  nurseries  in  New  Jersey  and  New  York:  evidence  of  northern  pupping  grounds  along  the  United  States  east  coast.  Pages  35–43  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east   62   coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  Miller,  M.  H.,  J.  K.  Carlson,  P.  Cooper,  D.  Kobayashi,  M.  Nammack,  and  J.  Wilson.  2013.  Status  review  report:  scalloped  hammerhead  shark  (Sphryna  lewini).  Silver  Spring,  MD.  Nammack,  M.  F.,  J.  A.  Musick,  and  J.  A.  Colvocoresses.  1985.  Life  history  of  Spiny  Dogfish  off  the  Northeastern  United  States.  Transactions  of  the  American  Fisheries  Society  114:367–376.  Natanson,  L.  J.  2002.  Preliminary  investigations  into  the  age  and  growth  of  the  Shortfin  Mako  Isurus  oxyrinchus,  White  Shark  Carcharodon  carcharias,  and  Thresher  Shark  Alopias  vulpinus,  in  the  wester  North  Atlantic  Ocean.  Collected  Volumes  of  Scientific  Papers  of  the  ICCAT  54:1280–1293.  Natanson,  L.  J.,  J.  G.  Casey,  and  N.  E.  Kohler.  1995.  Age  and  growth  estimates  for  the  Dusky  Shark,  Carcharhinus  obscurus,  in  the  western  North  Atlantic  Ocean.  Fishery  Bulletin  93:116–126.  Natanson,  L.  J.,  B.  J.  Gervelis,  M.  V.  Winton,  L.  L.  Hamady,  S.  J.  B.  Gulak,  and  J.  K.  Carlson.  2013.  Validated  age  and  growth  estimates  for  Carcharhinus  obscurus  in  the  northwestern  Atlantic  Ocean,  with  pre-­‐  and  post  management  growth  comparisons.  Environmental  Biology  of  Fishes  97:881–896.  NMFS.  2003.  Final  Amendment  1  to  the  Fisherey  Management  Plan  for  Atlantic  Tunas,  Billfish,  and  Sharks.  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2015a.  2015  Stock  Assessment  and  Fishery  Evaluation  (SAFE)  Report  for  Atlantic  Highly  Migratory  Species.  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2015b.  Fisheries  of  the  United  States,  2014.  Silver  Spring,  MD.   63   Parker,  R.  O.,  and  R.  L.  Dixon.  1998.  Changes  in  a  North  Carolina  reef  fish  community  after  15  years  of  intense  fishing—global  warming  implications.  Transactions  of  the  American  Fisheries  Society  127:908–920.  Piercy,  A.  N.,  J.  K.  Carlson,  J.  A.  Sulikowski,  and  G.  H.  Burgess.  2007.  Age  and  growth  of  the  Scalloped  Hammerhead  Shark,  Sphyrna  lewini,  in  the  north-­‐west  Atlantic  Ocean  and  Gulf  of  Mexico.  Marine  and  Freshwater  Research  58:34–40.  Queiroz,  N.,  N.  E.  Humphries,  G.  Mucientes,  N.  Hammerschlag,  F.  P.  Lima,  K.  L.  Scales,  P.  I.  Miller,  L.  L.  Sousa,  R.  Seabra,  and  D.  W.  Sims.  2016.  Ocean-­‐wide  tracking  of  pelagic  sharks  reveals  extent  of  overlap  with  longline  fishing  hotspots.  Proceedings  of  the  National  Academy  of  Sciences  113:1582-­‐1587.  Queiroz,  N.,  N.  E.  Humphries,  L.  R.  Noble,  A.  M.  Santos,  and  D.  W.  Sims.  2012.  Spatial  dynamics  and  expanded  vertical  niche  of  Blue  Sharks  in  oceanographic  fronts  reveal  habitat  targets  for  conservation.  PloS  one  7:e32374.  Reul,  N.,  S.  Fournier,  J.  Boutin,  O.  Hernandez,  C.  Maes,  B.  Chapron,  G.  Alory,  Y.  Quilfen,  J.  Tenerelli,  S.  Morisset,  Y.  Kerr,  S.  Mecklenburg,  and  S.  Delwart.  2013.  Sea  surface  salinity  observations  from  space  with  the  SMOS  satellite:  A  new  means  to  monitor  the  marine  branch  of  the  water  cycle.  Surveys  in  Geophysics  35:681–722.  Savtchenko,  A.,  D.  Ouzounov,  S.  Ahmad,  J.  Acker,  G.  Leptoukh,  J.  Koziana,  and  D.  Nickless.  2004.  Terra  and  Aqua  MODIS  products  available  from  NASA  GES  DAAC.  Advances  in  Space  Research  34:710–714.  SEDAR.  2015.  SEDAR  39  Stock  Assessment  Report:  HMS  Atlantic  Smooth  Dogfish  shark.  Charleston,  SC.   64   Sminkey,  T.,  and  J.  Musick.  1995.  Age  and  growth  of  the  Sandbar  Shark,  Carcharhinus   plumbeus,  before  and  after  population  depletion.  Copeia  1995:871–883.  Speed,  C.  W.,  I.  C.  Field,  M.  G.  Meekan,  and  C.  J.  A.  Bradshaw.  2010.  Complexities  of  coastal  shark  movements  and  their  implications  for  management.  Marine  Ecology  Progress  Series  408:275–293.  Ulrich,  G.  F.,  C.  M.  Jones,  W.  B.  I.  Driggers,  J.  M.  Drymon,  D.  Oakley,  and  C.  Riley.  2007.  Habitat  utilization,  relative  abundance,  and  seasonality  of  sharks  in  the  estuarine  and  nearshore  waters  of  South  Carolina.  Pages  125–139  in  C.  McCandless,  N.  Kohler,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Ward-­‐Paige,  C.  a.,  G.  L.  Britten,  D.  M.  Bethea,  and  J.  K.  Carlson.  2014.  Characterizing  and  predicting  essential  habitat  features  for  juvenile  coastal  sharks.  Marine  Ecology:1–13.     65     Tables  Table  1-­‐1.  Mean  environmental  conditions  by  month  during  2013  gillnet  sampling  between  Cape  Hatteras  and  Ocracoke  Inlet,  North  Carolina.       Mean  ±  SD    Environmental  Variable   February   April   November  N  sets   10   4   4  Temperature  (°C)   14.66  ±  0.99   10.63  ±  0.22   18.46  ±  0.44  Salinity  (ppt)   34.79  ±  0.51   31.36  ±  0.19   33.39  ±  0.37  Dissolved  oxygen  (mg/L)   13.22  ±  3.51   11.35  ±  1.10   8.03  ±  0.16  Depth  (m)   18.65  ±  2.74*   13.30  ±  5.03   19.66  ±  4.48  *  Depth  only  recorded  at  7  stations  in  February         66    Table  1-­‐2.  Number  (N),  total  length  (TL),  and  environmental  measurements  (mean  ±  SD)  for  shark  species  captured  during  2013  gillnet  sampling  near  Cape  Hatteras.   Species   N   TL  (mm)   Temp  (°C)   Salinity  (ppt)   DO  (mg/L)   Depth  (m)  Atlantic  Sharpnose  Shark   16   959.63  ±  30.27   17.32  ±  1.85   34.31  ±  1.04   11.06  ±  4.66   22.20  ±  1.46  Dusky  Shark   3   1213.33  ±  72.34   16.17  ±  2.15   34.53  ±  0.57   11.72  ±  4.77   19.48  ±  5.65  Sandbar  Shark   196   808.54  ±  77.73   14.88  ±  0.70   35.08  ±  0.64   16.73  ±  2.59   19.21  ±  3.32  Scalloped  Hammerhead   1   1854.00   15.70   35.90   18.70    Smooth  Dogfish   11   1074.09  ±  63.60   16.80  ±  3.27   33.08  ±  0.96   9.17  ±  2.81   18.10  ±  2.46  Spiny  Dogfish   63   870.63  ±  41.00   10.51  ±  0.18   31.23  ±  0.16   10.78  ±  0.73   10.10  ±  4.87  Thresher  Shark   2   1803.50  ±  215.67   10.70  ±  0.28   31.35  ±  0.07   10.24  ±  0.01   15.39  ±1.07     67     Table  1-­‐3.  Transmitter  ID  number,  species,  tagging  date,  sex,  and  total  length  (TL)  for  coastal  sharks  tagged  with  acoustic  transmitters  during  2013  gillnet  sampling  near  Cape  Hatteras.   Transmitter  ID   Species   Tagging  date   Sex   TL  (mm)  10849   Dusky  shark   2/15/13   F   1250  10831   Dusky  shark   11/17/13   M   1260  10853   Sandbar  shark   2/15/13   M   879  10851   Sandbar  shark   2/15/13   M   869  10852   Sandbar  shark   2/15/13   M   725  10854   Sandbar  shark   2/15/13   F   792  10850   Sandbar  shark   2/15/13   M   907  10847   Sandbar  shark   2/15/13   F   780  10848   Sandbar  shark   2/15/13   F   756  10840   Sandbar  shark   2/15/13   M   705  10841   Sandbar  shark   2/15/13   M   741  10832   Sandbar  shark   2/15/13   M   735  10833   Sandbar  shark   2/15/13   F   749  10835   Sandbar  shark   2/15/13   F   610  10834   Sandbar  shark   2/15/13   F   712  10836   Sandbar  shark   2/15/13   M   721  10827   Sandbar  shark   2/15/13   F   772       68    Table  1-­‐4.    ANOVA  results  comparing  mean  depth  and  temperature  recorded  by  sensor  tags  between  Age  1+  and  YOY  and  between  female  and  male  juvenile  Sandbar  Sharks.     Mean  ±  SD   ANOVA  Age  Class   Age  1+   YOY   F   p  N   27   227      Depth  (m)   11.58  ±  5.93   13.07  ±  5.37   1.81   0.18  N   29   216      Temperature  (°C)   23.38  ±  2.49   22.85  ±  2.92   0.86   0.35  Sex   Female   Male   F   p  N   197   57      Depth  (m)   13.94  ±  4.81   9.36  ±  6.00   35.66   <0.0001  N   198   47      Temperature  (°C)   22.91  ±  2.71   22.95  ±  3.52   0.01   0.92       69    Table  1-­‐5.    ANOVA  and  Tukey's  Honestly  Significant  Difference  results  comparing  depth  and  temperature  data  recorded  by  sensors  attached  to  acoustic  tags  carried  by  juvenile  Sandbar  Sharks.     Depth  (m)   Temperature  (°C)  Region   N   Mean  ±  SD   Connecting  Letters   N   Mean  ±  SD   Connecting  Letters  Delaware   14   4.52  ±  2.31   C   12   23.15  ±  4.78   A  Chesapeake   231   13.06  ±  4.91   B   223   23.22  ±  2.32   A  Hatteras   9   21.98  ±  4.20   A   10   15.85  ±  2.45   B   F     37.77       42.03     p     <0.0001       <0.0001       70    Table  1-­‐6.    ANOVA  and  linear  regression  results  determining  significance  and  direction  of  seasonal  relationships  between  chlorophyll-­‐a  concentrations  (Chl-­‐a)  and  sea  surface  temperature  (SST)  recorded  by  the  MODIS  satellite  at  ACT  Network  receiver  sites  along  the  U.S.  East  Coast  in  2013-­‐2014.   Chl-­‐a  vs.  SST   ANOVA   Regression  Season   F   p   Equation   r2  Winter   27.40   <0.0001   Chl-­‐a  =  10.58  –  0.54(SST)   0.085  Spring  Migration   1.25   0.26   Chl-­‐a  =  13.43  -­‐  0.11(SST)   0.004  Summer   0.17   0.68   Chl-­‐a  =  9.37  +  0.07(SST)   0.0006  Fall  Migration   0.22   0.64   Chl-­‐a  =  7.25  –  0.04(SST)   0.002     71    Table  1-­‐7.    Mean  temperature  (SST)  and  chlorophyll-­‐a  (Chl-­‐a)  recorded  by  MODIS  within  each  array  region  by  season,  with  ANOVA  results  comparing  mean  values  between  regions  and  seasons.     SST  (Mean  ±  SD)   ANOVA  (Region)  Season   Chesapeake   Delaware   Hatteras   F   p  Winter   6.34  ±  2.43   4.21  ±  2.32   10.87  ±  3.15   59.41   <0.0001  Spring  Migration   16.94  ±  4.37   13.99  ±  4.86   18.90  ±  3.15   18.29   <0.0001  Summer   21.59  ±  4.03   20.60  ±  4.80   25.13  ±  2.52   9.58   <0.0001  Fall  Migration   19.79  ±  3.60   15.83  ±  6.12   16.79  ±  3.28   9.68   0.0001   F  (Season)   681.26   173.69   76.25       p  (Season)   <0.0001   <0.0001   <0.0001         Chl-­‐a  (Mean  ±  SD      Winter   6.93  ±  4.68   9.69  ±  6.54   2.72  ±  0.73   16.14   <0.0001  Spring  Migration   11.08  ±  5.48   16.62  ±  11.52     1.26  ±0.81   44.92   <0.0001  Summer   10.07  ±  5.19   15.66  ±  16.60   0.74  ±  0.41   24.10   <0.0001  Fall  Migration   5.60  ±  2.37   10.48  ±  6.40   1.44  ±  0.17   25.79   <0.0001   F  (Season)   42.46   5.59   35.87       p  (Season)   <0.0001   0.001   <0.0001       72    Table  1-­‐8.    Boosted  Regression  Tree  results  assessing  the  contribution  of  Chlorophyll-­‐a  concentrations  (Chl-­‐a)  and  sea  surface  temperature  (SST)  on  the  presence  of  tagged  juvenile  Sandbar  Sharks  by  season,  including  learning  rate  (lr),  bag  fraction  (bf),  and  percentage  of  tree  splits  contributed  by  each  environmental  factor.   Parameter   Value  lr   0.001  bf   0.5  N  trees   6550  SST  contribution  (%  splits)   58.57  Chl-­‐a  contribution  (%  splits)   41.63     73   Figures    Figure  1-­‐1.    Acoustic  receiver  locations  in  the  Cape  Hatteras  Array.     74                               Figure  1-­‐2.  Catch  per  unit  effort  (CPUE,  sharks/set)  by  month  for  shark  species  other  than  Sandbar  Shark  (CPUE  =  17.81,  February  only)  and  Spiny  Dogfish  (CPUE  =  15.57,  April  only)  captured  during  2013  gillnet  sampling  near  Cape  Hatteras.   75      Figure  1-­‐3.    Capture  and  tag  release  locations  for  A.)  Sandbar  and  B.)  Dusky  Sharks  captured  during  2013  gillnet  sampling  near  Cape  Hatteras.     76      Figure  1-­‐4.    Tag  detection  locations  of  juvenile  Sandbar  Sharks  tagged  off  of  Cape  Hatteras  in  February  2013  and  detected  between  February  2013  and  October  2014,  with  corresponding  array  regions.   77        Figure  1-­‐5.    Detections  of  individual  tagged  juvenile  Sandbar  Sharks  by  date  and  array  region.     78        Figure  1-­‐6.    A.)  Total  number  of  detections  and  B.)  total  number  of  individual  tagged  Sandbar  Sharks  in  the  Chesapeake,  Delaware,  and  Hatteras  array  regions  by  week  of  the  year.     79        Figure  1-­‐7.    Box  plots  of  depth  (m)  and  temperature  (°C)  data  from  pressure  and  temperature  sensors  attached  to  acoustic  tags  deployed  on  juvenile  Sandbar  Sharks.     80        Figure  1-­‐8.  Marginal  effect  plots  showing  the  effect  of  sea  surface  temperature  (SST,  °C)  and  chlorophyll  a  concentrations  (Chl-­‐a,  mg/m3)  on  the  probability  of  detecting  a  tagged  Sandbar  Shark  with  cut  point  locations  and  values.     81    Figure  1-­‐9.    Projected  juvenile  Sandbar  Shark  habitat  based  on  BRT  cut  points  of  chlorophyll-­‐a  concentration  (Chl-­‐a,  mg/m3)  and  sea  surface  temperature  (SST,  °C)  between  high  and  low  probability  of  shark  presence  during  A.)  winter,  B.)  spring  migration,  C.)  summer,  and  D.)  fall  migration.     82           Chapter  2  Delineation  and  Mapping  of  Coastal  Shark  Habitat  within  Pamlico  Sound,  North  Carolina   Abstract       Estuaries  function  as  important  nursery  and  foraging  habitat  for  many  coastal  species,  including  highly  migratory  sharks.    Pamlico  Sound,  North  Carolina,  is  one  of  the  largest  estuaries  in  the  continental  United  States  and  potentially  provides  a  variety  of  potential  habitats  for  sharks.    In  order  to  identify  and  spatially  delineate  shark  habitat  within  Pamlico  Sound,  shark  catch  and  environmental  data  from  the  2007-­‐2014  North  Carolina  Division  of  Marine  Fisheries  gillnet  and  longline  surveys  within  the  estuary  were  analyzed.    Principle  species  in  the  Pamlico  Sound  shark  assemblage  were  identified  and  environmental  data  recorded  at  survey  sites  (depth,  temperature,  salinity,  dissolved  oxygen,  SAV  distance,  and  inlet  distance)  were  interpolated  across  Pamlico  Sound  to  create  seasonal  environmental  grids  with  a  90-­‐m2  cell  size.    Boosted  regression  tree  analysis  was  used  to  identify  the  most  important  environmental  factors  and  ranges  associated  with  presence  and  abundance  of  each  principle  species,  and  the  resulting  models  were  used  to  predict  shark  abundance  based  on  the  values  within  the  environmental  grid  cells.    The  Atlantic  Sharpnose  Shark  (Rhizoprionodon  terraenovae),  Blacktip  Shark  (Carcharhinus  limbatus),  Bull  Shark  (Carcharhinus  leucas),  Sandbar  Shark  (Carcharhinus  plumbeus),  Smooth  Dogfish  (Mustelus  canis),  and  Spiny  Dogfish   84   (Squalus  acanthias)  were  the  principle  species  in  Pamlico  Sound.    Most  species  were  associated  with  proximity  to  the  inlet  or  high  salinity  and  warm  temperatures,  but  the  Bull  Shark  preferred  greater  inlet  distances  and  the  Spiny  Dogfish  preferred  lower  temperatures  than  the  other  species.    Extensive  Smooth  Dogfish  habitat  overlap  with  seagrass  beds  suggests  that  this  habitat  type  may  be  a  critical  part  of  nursery  habitat  for  this  species.    Spatial  delineation  of  shark  habitat  within  the  estuary  will  allow  for  better  assessment  of  potential  overlap  and  interactions  with  other  species.     Introduction       Estuaries  often  function  as  important  habitat  for  marine  species,  though  the  dynamic  nature  of  the  transition  from  freshwater  to  saltwater  has  a  significant  affect  on  habitat  use  and  availability  (Attrill  and  Rundle  2002).    Within  these  environments,  habitat  selection  and  use  patterns  are  influenced  by  abiotic  factors  such  as  temperature  and  salinity  (Dunson  and  Travis  1991)  and  biotic  factors  such  as  food  availability  and  predation  risk  (Lipcius  and  Hines  1986,  Main  1987).    Often  abiotic  and  biotic  factors  interact,  such  as  in  cases  where  a  species  may  select  habitat  outside  the  preferred  environmental  ranges  of  its  predators  (Paterson  and  Whitfield  2000,  Ross  2003)  or  competitors  (Ross  and  Url  1986).         Though  often  associated  with  juvenile  teleosts  and  invertebrates,  estuaries  also  function  as  nursery  and  foraging  habitats  for  coastal  sharks  (McCandless  et  al.  2007).    Like  other  species,  sharks  likely  select  estuarine  habitats  based  on  a   85   combination  of  abiotic  environmental  tolerances  and  biotic  factors  such  as  prey  availability,  predator  avoidance,  and  competition  (Heithaus  2007).    Generally  sharks  appear  to  select  habitat  that  minimizes  predation  risk  or  competition  (Heupel  and  Simpfendorfer  2011,  Guttridge  et  al.  2012)  though  this  can  come  at  the  expense  of  foraging  opportunities  (Bush  and  Holland  2002,  Heupel  and  Hueter  2002).    However,  other  species  occur  in  habitats  with  far  greater  predation  risk,  seeming  to  prioritize  feeding  over  protection  (Carlson  et  al.  2008).    Most  studies  on  shark  habitat  use  within  estuaries  have  focused  on  juveniles  or  small-­‐bodied  species,  but  the  ecological  role  of  sharks  can  change  dramatically  with  increasing  size  (Heupel  et  al.  2014).    Large,  apex  predatory  sharks  can  exert  direct  and  indirect  top-­‐down  affects  that  may  have  observable  landscape  effects  on  estuarine  habitats  (Heithaus  et  al.  2012,  Burkholder  et  al.  2013)  and  influence  the  habitat  use  patterns  of  other  predators,  including  other  elasmobranchs  (Heithaus  2001,  Vaudo  and  Heithaus  2013).    Even  juvenile  or  small-­‐bodied  sharks  can  occupy  similar  trophic  niches  to  high-­‐trophic  level  teleosts  and  other  estuarine  predators,  possibly  functioning  as  competitors  or  predators  of  species  of  value  to  fisheries  (Buchheister  and  Latour  2015,  Shaw  et  al.  2016).     Identification  of  important  shark  habitat  is  complicated  by  their  generally  highly  mobile  nature  (Speed  et  al.  2010).    However,  recurrent  site  fidelity  to  specific  areas  or  habitats  is  widespread  even  among  highly  migratory  shark  species  (Hueter  et  al.  2005,  Chapman  et  al.  2015).    Fidelity  to  nearshore  or  estuarine  habitats  can  concentrate  otherwise  wide-­‐ranging  sharks  into  areas  with  an  increased  exposure  to  anthropogenic  affects  such  as  fishing  pressure,  pollution,  and  coastal   86   development  (Hueter  et  al.  2005,  Knip  et  al.  2010).    Seasonal  or  regular  presence  of  sharks  in  an  estuary  can  also  cause  changes  in  the  behavior  and  distribution  of  other  species  within  the  system  with  possible  cascading  ecological  effects  (Dill  et  al.  2003).    Therefore  identifying  and  delineating  estuarine  shark  habitat  is  important  to  both  managing  shark  populations  and  broader  ecosystem-­‐based  management.     Pamlico  Sound,  North  Carolina’s  largest  estuary  and  the  largest  barrier  island  lagoon  system  in  the  United  States,  potentially  includes  a  wide  variety  of  potential  shark  habitats.    Pamlico  Sound  has  the  greatest  proportion  of  open  water  of  any  U.S.  barrier  island  estuary,  though  average  depth  is  relatively  shallow  in  comparison  to  other  large  estuaries  (Hayden  and  Dolan  1979).    High  salinity  water  enters  the  system  from  the  southeast  through  Hatteras  Inlet,  Ocracoke  Inlet,  and  Core  Sound  and  exits  in  the  northern  extent  of  the  estuary  through  Oregon  Inlet  (Roelofs  and  Bumpus  1953).    Fresh  water  flows  into  the  estuary  from  the  west  through  the  Neuse  and  Pamlico  Rivers,  and  also  enters  from  Albemarle  Sound  north  of  Oregon  Inlet.    This  creates  a  horizontal  salinity  ecocline  with  salinity  increasing  west  to  east  (Roelofs  and  Bumpus  1953).    Pamlico  Sound  is  situated  at  a  biogeographic  break,  delineated  at  Cape  Hatteras,  between  temperate  and  subtropical  marine  ecosystems  (Hayden  et  al.  1984,  Fautin  et  al.  2010).    Due  to  its  biogeographic  position,  Pamlico  Sound  encompasses  the  majority  of  the  range  overlap  between  the  temperate  seagrass  Zostera  marina  and  the  subtropical  seagrass  Halodule  wrightii,  which  combine  to  give  the  estuary  one  of  the  greatest  areas  of  seagrass  habitat  on  the  U.S.  east  coast  (Ferguson  et  al.  1993,  Fonseca  and  Uhrin  2009).    Pamlico  Sound  is   87   uniquely  situated  to  support  a  diverse  shark  community  that  varies  both  spatially  and  seasonally.     Though  biotic  factors  such  as  prey  availability  and  competitive  exclusion  can  be  important  in  determining  the  distribution  and  habitat  use  behavior  of  sharks  in  an  estuary,  delineating  habitat  based  on  spatial  and  abiotic  environmental  factors  is  likely  more  tractable  and  more  easily  applied  to  management  applications  (Grubbs  and  Musick  2007).    Here  we  use  fishery-­‐independent  survey  data  to  describe  the  coastal  shark  community  within  Pamlico  Sound,  determine  the  environmental  preferences  of  the  principle  species  in  this  community,  and  delineate  the  spatial  extent  of  potential  estuarine  habitat.     Methods       Shark  catch  and  environmental  data  were  obtained  from  the  North  Carolina  Division  of  Marine  Fisheries  (NCDMF)  fishery-­‐independent  gillnet  and  longline  surveys  conducted  within  Pamlico  Sound.    The  study  period  ranged  from  2007  through  2014  for  both  surveys.    The  gillnet  survey  has  been  conducted  since  2001,  but  only  2007-­‐2014  data  were  used  to  match  temporal  coverage  with  the  longline  survey.    The  total  combined  area  of  the  surveys  covered  the  east  side  of  the  sound  from  Oregon  Inlet  to  the  entrance  of  Core  Sound  near  Portsmouth  Island,  and  the  west  side  of  the  sound  from  Stumpy  Point  to  the  entrance  of  Core  Sound  near  Cedar  Island  including  the  estuarine  portions  of  the  Neuse  and  Pamlico  Rivers  (Figure  1).  Set  locations  were  selected  using  a  stratified-­‐random  sampling  design  in  which  the   88   total  study  area  from  the  shoreline  to  approximately  the  2  m  depth  contour  was  divided  into  eight  substrata,  then  further  divided  into  1.85  by  1.85-­‐km  cells  that  were  chosen  at  random  before  each  month  of  sampling.    Effort  was  composed  of  619-­‐624  sets  per  year  for  the  gillnet  survey  and  72-­‐137  sets  per  year  for  the  longline  survey,  though  effort  was  standardized  at  72  sets  per  year  starting  in  2011  for  the  longline  survey.    Gillnet  sampling  was  conducted  February-­‐December  of  each  year,  while  longline  sampling  was  conducted  July-­‐November.    Gillnet  gear  was  composed  of  a  219.46-­‐m  sink  gillnet  made  up  of  eight  27.43-­‐m  sections  of  7.62,  8.89,  10.16,  11.43,  12.70,  13.97,  15.24,  and  16.51-­‐cm  stretched  mesh  soaked  for  12  hours  from  sunset  to  sunrise.    Longline  gear  consisted  of  a  1500-­‐m  mainline  with  100  gangions  attached  at  15-­‐m  intervals,  each  of  which  was  made  up  of  0.7  m  of  91  kg  test  monofilament  and  a  15/0  circle  hook  baited  with  locally  available  bait  fish,  which  was  allowed  to  soak  for  30  minutes  per  set.     All  captured  sharks  were  identified  to  species  and  total  length  (TL,  mm)  and  sex  were  recorded.    At  each  station,  depth  (m),  water  temperature  (°C),  salinity  (ppt),  and  dissolved  oxygen  concentration  (mg/L)  were  recorded  during  prior  to  setting  gear.    Straight-­‐line  distances  from  the  nearest  inlet  (km)  and  nearest  seagrass  bed  (m)  were  measured  for  each  set  location  using  the  spatial  join  function  in  ArcGIS  10.1  (ESRI).    Locations  and  spatial  extents  of  seagrass  beds  were  taken  from  maps  generated  using  data  collected  from  aerial  and  boat-­‐based  surveys  conducted  by  the  Albemarle-­‐Pamlico  National  Estuarine  Partnership  (APNEP)  (Kenworthy  et  al.  2012).       89     All  species  with  more  than  40  individuals  captured  during  the  survey  period  were  designated  as  principle  species  for  further  analysis.    Both  sets  of  catch  data  combined  were  assumed  to  provide  equal  catchability  for  each  species  across  Pamlico  Sound.    Shark  catch  per  unit  effort  (CPUE)  was  standardized  as  sharks  per  set  (sharks/set)  and  plotted  by  year,  month,  and  season.    Seasons  were  designated  by  calendar  date:  December  1-­‐February  29  was  classified  as  Winter,  March  1-­‐April  15  as  Early  Spring,  April  16-­‐May  31  as  Late  Spring,  June  1-­‐August  30  as  Summer,  September  1-­‐October  15  as  Early  Fall,  and  October  16-­‐November  31  as  Late  Fall.    Seasons  with  the  highest  CPUE  for  each  species  were  noted  for  habitat  mapping.    In  order  to  determine  the  possibility  of  habitat  overlap,  discriminant  function  analysis  (DFA)  was  used  to  classify  the  principle  species  using  the  six  environmental  factors  (depth,  temperature,  salinity,  dissolved  oxygen,  seagrass  distance,  and  inlet  distance).    Species  either  in  close  proximity  on  the  canonical  plot  or  frequently  misclassified  as  each  other  were  considered  to  have  overlapping  habitat  preferences.   Habitat  delineation  followed  the  approach  used  by  Froeschke  et  al.  (2010)  and  Dedman  et  al.  (2015),  in  which  boosted  regression  tree  (BRT)  analysis  was  used  to  predict  presence  and  abundance  based  on  environmental  factors,  which  was  then  mapped  spatially.    BRT  analysis  was  used  because  it  provides  a  number  of  advantages  in  modeling  habitat  in  data-­‐poor  situations  such  as  highly  zero-­‐inflated  CPUE  data  common  in  elasmobranch  surveys,  while  reducing  the  variance  that  may  bias  habitat  delineation  using  single  regression  trees  (Elith  et  al.  2008,  Dedman  et  al.  2015).    Habitat  delineation  proceeded  in  two  stages:  first,  relationships  between   90   environmental  factors  and  species  presence/abundance  were  identified  using  BRTs,  then  these  relationships  were  used  to  predict  potential  abundance  throughout  the  entire  area  of  Pamlico  Sound  covered  by  NCDMF  surveys.    To  accomplish  this,  the  function  “gbm.auto”  was  used  to  automate  several  functions  of  the  package  “dismo”  in  R.     Prior  to  BRT  analysis,  temperature,  salinity,  dissolved  oxygen,  SAV  distance,  and  inlet  distance  measurements  at  NCDMF  gillnet  and  longline  stations  were  interpolated  across  Pamlico  Sound  using  Bayesian  Empirical  Kriging  in  ArcGIS  10.1.    Temperature,  salinity,  and  dissolved  oxygen  were  expected  to  vary  by  season  so  these  environmental  layers  were  interpolated  for  each  season.  These  layers  were  then  converted  to  raster  grids  with  a  90-­‐m2  cell  size.    Depth  was  represented  by  a  raster  of  bathymetry  data  within  Pamlico  Sound  and  the  lower  Neuse  and  Pamlico  Rivers  made  from  data  collected  by  the  U.S.  Geological  Survey  (USGS).    Data  from  environmental  rasters  were  extracted  and  combined  into  seasonal  .csv  files  for  import  into  R  during  BRT  modeling.    At  this  stage  multiple  linear  correlation  analysis  was  used  to  identify  any  strong  autocorrelations  between  environmental  factors.     In  R,  the  “gbm.auto”  function  automatically  generated  trees  using  machine  learning  to  reduce  variance  by  selecting  the  most  common  splits  between  presence/absence  and  low/high  abundance.    Binary  presence/absence  trees  used  data  from  all  sets  to  model  the  likelihood  of  at  the  species  being  captured,  while  Gaussian  abundance  trees  used  log-­‐transformed  abundance  data  from  sets  in  which  the  species  was  present.    Abundance  predictions  were  then  back-­‐transformed  and   91   multiplied  by  the  predicted  presence  likelihoods  to  give  predicted  abundance  values  that  incorporated  the  likelihood  of  the  species  being  present.    In  addition,  the  function  generated  marginal  effect  plots  for  each  environmental  factor  showing  the  positive  or  negative  effect  of  that  factor  on  the  presence  or  abundance  of  the  species,  as  well  as  the  contribution  of  that  factor  to  the  overall  model  based  on  the  percentage  of  tree  splits  associated  with  it.    Often  it  was  necessary  to  repeat  this  procedure  multiple  times  for  each  species  to  determine  the  learning  rate  (lr)  and  bag  fraction  (bf)  that  would  allow  both  the  binary  and  Gaussian  models  to  proceed.      After  BRT  analysis,  the  predictor  model  was  applied  to  the  environmental  raster  grid  data  from  the  season  in  which  the  species  was  most  abundant,  which  created  predicted  abundance  values  based  on  the  environmental  factors  in  each  grid  cell.    These  data  were  then  imported  back  into  ArcGIS  and  interpolated  using  Bayesian  Empirical  Kriging  to  depict  the  predicted  abundance  for  each  principle  species  within  Pamlico  Sound.     Results       A  total  of  2,408  sharks  were  captured  from  2007-­‐2014  in  NCDMF  surveys  within  Pamlico  Sound.    In  all,  11  species  were  represented  with  an  additional  44  individuals  classified  as  either  unknown  or  misidentified  Carcharhinidae  (Table  1).    Misidentified  sharks  were  designated  based  on  mismatches  between  the  measured  TL  and  published  size  ranges  for  the  recorded  species  name.    Individuals  within  neonatal  size  range  were  present  among  Atlantic  Sharpnose  Sharks  (Rhizoprionodon   92   terraenovae),  Bull  Sharks  (Carcharhinus  leucas),  Finetooth  Sharks  (Carcharhinus   isodon),  Sandbar  Sharks  (Carcharhinus  plumbeus),  Smooth  Dogfish  (Mustelus  canis),  and  Spinner  Sharks  (Carcharhinus  brevipinna).    The  Atlantic  Sharpnose  Shark,  Blacktip  Shark  (Carcharhinus  limbatus),  Bull  Shark,  Sandbar  Shark,  Smooth  Dogfish,  and  Spiny  Dogfish  (Squalus  acanthias)  were  designated  as  the  principle  species  for  further  analysis  (Table  1).         Highest  overall  CPUE  was  found  for  the  Smooth  Dogfish,  which  was  also  the  only  species  recorded  during  all  seasons  (Figure  2).    The  Spiny  Dogfish  was  the  most  abundant  species  during  winter  and  early  spring  months,  while  peak  Smooth  Dogfish  CPUE  peaked  in  early  spring  and  summer.    All  other  shark  species  were  absent  during  the  winter  and  most  abundant  during  the  summer  with  the  exception  of  the  Sandbar  Shark,  which  was  captured  most  often  during  early  and  late  fall.    Catches  of  Smooth  Dogfish  and  Atlantic  Sharpnose  Sharks  were  higher  during  the  first  half  of  the  survey  period,  while  the  majority  of  Bull  Sharks  were  captured  after  2011  (Figure  2).     Results  of  the  DFA  showed  80.53  %  correct  classification  for  the  six  principle  shark  species  based  on  environmental  factors  (Wilks’  Lambda  =  0.163,  F  =  74.87,  df  =  66,  p  <  0.0001).      Canonicals  1  and  2  explained  94.1  %  of  the  variation  (Table  2).    Canonical  1  showed  strong  positive  correlations  with  temperature  and  salinity  and  a  strong  negative  correlation  with  dissolved  oxygen,  while  canonical  2  showed  a  strong  positive  correlation  with  SAV  distance  (Table  2).    The  canonical  plot  showed  an  obvious  preference  for  lower  temperatures  among  Spiny  Dogfish  and  greater  SAV  distance  among  Bull  Sharks,  while  the  other  species  appeared  to  cluster   93   together  (Figure  3).    Spiny  Dogfish  showed  the  highest  percentage  of  correct  classification  (92.2  %),  followed  by  Bull  Sharks  (91.7  %)  and  Smooth  Dogfish  (82.3  %)  (Table  3).    Exactly  half  of  the  Blacktip  Sharks  were  correctly  classified,  while  Atlantic  Sharpnose  Sharks  and  Sandbar  Sharks  were  incorrectly  classified  as  Smooth  Dogfish  more  often  than  they  were  correctly  classified  (Table  3).         Multiple  linear  correlation  analysis  showed  that  all  correlations  between  environmental  factors  were  statistically  significant  (p  <  0.05).    Strong  negative  correlations  (r  <  -­‐0.5)  were  found  between  temperature  and  dissolved  oxygen  and  between  inlet  distance  and  salinity  (Table  4).    Because  Spiny  Dogfish  were  most  abundant  during  winter  and  all  other  principle  species  were  present  during  summer,  the  temperature,  salinity,  and  dissolved  oxygen  measurements  recorded  during  these  seasons  were  used  to  create  environmental  grids  within  Pamlico  Sound.    Environmental  grids  showed  differences  in  the  spatial  distribution  of  temperature,  salinity,  and  dissolved  oxygen  measurements,  though  warmer  temperatures,  higher  salinity,  and  higher  dissolved  oxygen  were  consistently  found  in  the  southern  and  eastern  portions  of  Pamlico  Sound  (Figure  4).     Binary  and  Gaussian  BRT  models  were  generated  for  all  species  except  the  Blacktip  Shark,  which  occurred  in  too  few  sets  to  consistently  resolve  a  Gaussian  abundance  model  so  only  binary  presence/absence  model  was  used  for  this  species.    Environmental  factors  contributing  the  most  tree  splits  for  each  species  differed  between  the  binary  and  Gaussian  BRT  models  (Table  5).    Inlet  distance  was  among  the  three  contributors  to  the  binary  model  for  all  species,  and  temperature  as  included  among  the  top  three  contributing  environmental  factors  for  five  of  the  six   94   principle  species.    Salinity  was  among  the  three  environmental  factors  contributing  the  most  to  Gaussian  abundance  models  for  all  five  species  (Table  5).         Marginal  effect  plots  showed  consistencies  and  differences  between  species  in  the  effect  of  the  top  three  environmental  factors  on  presence  (Figure  5).    Positive  effects  on  presence  were  associated  with  relatively  short  inlet  distance  (<  40  km)  for  all  species  except  the  Bull  Shark,  and  temperatures  greater  than  15  °C  were  positively  associated  with  presence  for  all  species  except  the  Spiny  Dogfish.    For  species  with  salinity  as  one  of  the  three  environmental  factors  contributing  most  to  the  binary  model,  salinities  greater  than  20  ppt  had  a  positive  effect  on  presence  (Figure  5).     Marginal  effects  of  environmental  factors  on  Gaussian  BRT  models  of  abundance  suggested  more  complex  relationships  than  those  models  for  presence  (Figure  6).    Salinity  was  included  within  the  top  three  contributing  environmental  factors  for  all  species,  and  three  of  the  five  species  showed  a  pronounced  positive  relationship  between  abundance  and  salinities  greater  than  25-­‐27  ppt.    The  two  exceptions  were  Bull  Sharks,  which  showed  a  positive  relationship  beginning  at  a  lower  threshold  around  17  ppt,  and  Spiny  Dogfish,  which  showed  a  peak  in  positive  association  with  abundance  between  approximately  17  and  25  ppt.    Complex,  nonlinear  relationships  were  also  observed  involving  dissolved  oxygen  with  Sandbar  Sharks  and  Smooth  Dogfish  abundance,  and  with  temperature  and  Spiny  Dogfish  abundance  (Figure  6).     Predicted  abundance  maps  explicitly  showed  the  importance  of  inlet  distance,  with  four  of  the  six  principle  shark  species  predicted  to  occur  within  a   95   relatively  well-­‐defined  distance  from  the  inlets  (Figure  7).    While  predicted  abundances  of  Atlantic  Sharpnose  and  Blacktip  Sharks  were  strongly  associated  with  the  inlets,  Sandbar  Shark  and  Spiny  Dogfish  abundance  also  showed  more  complex  associations  with  depth  contours.    The  models  predicted  high  Smooth  Dogfish  abundance  primarily  along  the  eastern  Pamlico  Sound  in  an  area  coinciding  with  extensive  seagrass  beds  adjacent  to  the  Outer  Banks.    The  Bull  Shark  was  the  only  species  with  areas  of  high  predicted  abundance  in  the  western  portions  of  the  estuary,  with  two  distinct  “hot  spots”  at  the  Long  Shoal  River  between  the  Pamlico  River  and  Albemarle  Sound  and  east  of  Goose  Creek  Island  near  the  mouth  of  the  Pamlico  River  (Figure  7).     Discussion       The  results  of  this  study  show  that  Pamlico  Sound  provides  habitat  for  a  diverse  and  dynamic  assemblage  of  shark  species,  with  principle  species  known  to  occur  in  estuarine  or  nearshore  environments  in  both  temperate  waters  to  the  north  (Sandbar  Shark,  Smooth  Dogfish,  Spiny  Dogfish)  and  subtropical  systems  to  the  south  (Atlantic  Sharpnose  Shark,  Blacktip  Shark,  Bull  Shark)  (Castro  2011).    The  highest  shark  diversity  occurred  during  the  summer  but  sharks  were  also  present  during  cooler  months,  with  Spiny  Dogfish  most  abundant  during  winter  and  Sandbar  Sharks  primarily  occurring  in  fall  months.    Size  data  suggest  that  Pamlico  Sound  may  provide  primary  nursery  habitat  for  Atlantic  Sharpnose  Sharks,  Bull  Sharks,  Sandbar  Sharks,  and  Smooth  Dogfish,  and  likely  serves  as  secondary  nursery   96   or  foraging  habitat  for  the  other  principle  species.    Shark  presence  within  the  estuary  was  primarily  associated  with  distance  from  the  inlet,  and  temperature  and  abundance  appeared  to  be  associated  with  salinity,  though  other  environmental  factors  were  of  importance  on  a  species-­‐specific  basis.    BRT  models  identified  the  inlets  as  important  landmarks  in  delineating  shark  habitat  for  most  of  the  principle  species,  though  Bull  Sharks  appeared  to  associate  with  river  mouths  and  areas  of  high  Smooth  Dogfish  abundance  closely  overlapped  seagrass  beds  on  the  sound  side  of  the  Outer  Banks.    Bull  Sharks  and  Smooth  Dogfish  showed  the  most  unique  habitat  preferences  while  Spiny  Dogfish  habitat  spatially  overlapped  many  of  the  same  areas  used  by  Atlantic  Sharpnose,  Blacktip,  and  Sandbar  Sharks  but  differed  from  these  species  based  on  seasonal  and  temperature  preferences.         The  assemblage  of  shark  species  within  Pamlico  Sound  is  made  up  of  species  known  to  occur  in  other  nearshore  and  estuarine  habitats  in  the  Mid-­‐Atlantic  and  Southeastern  regions  of  the  U.S.  east  coast  (McCandless  et  al.  2002,  2007)  and  the  seasonal  and  monthly  occurrence  of  the  principle  species  follows  the  timing  of  seasonal  migrations.    Blacktip  Sharks  undergo  large-­‐scale  seasonal  migrations,  with  peak  abundance  in  North  and  South  Carolina  waters  during  the  summer  and  southeastern  Florida  during  the  winter  (Castro  1996,  Kajiura  and  Tellman  2016).    Conversely,  Spiny  Dogfish  peak  abundance  occurred  during  winter,  when  the  distribution  of  this  species  extends  south  of  Cape  Hatteras  (Stehlik  2007,  Sagarese  et  al.  2014b).    Perhaps  the  best-­‐known  example  of  the  importance  of  North  Carolina  waters  as  overwintering  habitat  for  a  shark  species  is  the  migration  of  Sandbar  Sharks  into  an  area  south  of  Cape  Hatteras  during  winter  (Jensen  and  Hopkins  2001,   97   Merson  and  Pratt,  Jr.  2001,  Grubbs  et  al.  2007,  Conrath  and  Musick  2008,  see  also  Chapter  1).    However,  Sandbar  Sharks  were  highly  abundant  during  the  early  and  late  fall  but  completely  absent  during  winter,  suggesting  that  this  species  may  enter  the  sounds  as  part  of  their  migration  from  summer  habitats  but  may  make  use  of  nearshore  oceanic  waters  in  the  peak  of  winter  to  increase  access  to  warmer  temperatures  and  higher  primary  productivity  (Chapter  1,  this  volume).         Based  on  the  predominance  of  juvenile  size  classes  within  the  Pamlico  Sound  shark  assemblage,  this  estuary  may  serve  as  nursery  habitat  for  several  species,  particularly  the  Smooth  Dogfish.    The  size  distribution  of  this  species  was  strongly  skewed  towards  neonate  and  early  juvenile  sizes  (Conrath  and  Musick  2002)  and  peak  abundance  in  the  late  spring  and  summer  coincided  with  parturition  timing  and  nursery  habitat  use  in  other  estuaries  (Rountree  and  Able  1996).    Given  the  high  abundance  of  Smooth  Dogfish  in  NCDMF  surveys  alone,  Pamlico  Sound  may  be  worthy  of  consideration  as  essential  habitat  for  this  species.    The  presence  of  neonate  Bull  Sharks  is  noteworthy  due  to  a  lack  of  evidence  for  nursery  habitat  for  this  species  within  Pamlico  Sound  prior  to  2011  (Schwartz  2012).    Neonate  Bull  Sharks  occurred  within  the  time  frame  of  parturition  in  Indian  River  Lagoon,  a  confirmed  primary  nursery  (Curtis  et  al.  2011),  suggesting  that  these  individuals  were  born  within  the  estuary  and  did  not  migrate  from  elsewhere.    The  use  of  Pamlico  Sound  as  a  primary  nursery  by  Bull  Sharks  may  be  a  recent  phenomenon  associated  with  rising  water  temperatures  within  the  estuary  (Bangley  et  al.,  in  review).    Neonate  Sandbar  Sharks  are  likely  migrants  from  primary  nurseries  in  the  Chesapeake  and  Delaware  Bays  (Merson  and  Pratt,  Jr.  2001,  Grubbs  et  al.  2007)  but   98   there  is  evidence  for  limited  use  of  North  Carolina  waters  as  a  primary  nursery  for  resident  sharks  (Jensen  et  al.  2002).         Discriminant  function  analysis  provided  evidence  for  little  habitat  overlap  between  Bull  Shark  or  Spiny  Dogfish  and  other  shark  species  in  Pamlico  Sound.    The  main  drivers  of  these  habitat  differences  appeared  to  be  water  temperature  for  the  Spiny  Dogfish  and  inlet  distance  or  salinity  for  the  Bull  Shark.    These  results  are  in  keeping  with  preferences  for  low  temperatures  among  Spiny  Dogfish  (Ulrich  et  al.  2007,  Sagarese  et  al.  2014b)  and  comparatively  low  salinities  and  greater  inlet  distances  among  Bull  Sharks  (Wiley  and  Simpfendorfer  2007,  Heupel  and  Simpfendorfer  2008,  Froeschke  et  al.  2010)  documented  in  other  systems.    The  majority  of  misclassifications  were  other  species  classified  at  Smooth  Dogfish,  likely  a  result  of  the  abundance  of  this  species  within  the  survey  catches  and  its  presence  during  all  seasons.    Though  Smooth  Dogfish  were  the  third  most  correctly-­‐classified  species,  this  may  be  a  function  of  the  large  sample  size  reducing  uncertainty  for  this  species  as  it  was  classified  within  the  same  canonical  biplot  space  as  the  other  species  that  proved  to  be  difficult  to  classify  based  on  environmental  factors.    The  low  classification  success  among  the  remaining  species  may  be  an  indication  of  similar  or  overlapping  habitat  preferences  among  Atlantic  Sharpnose,  Blacktip,  and  Sandbar  Sharks  in  Pamlico  Sound.    High  misclassification  rates  between  particular  species  may  also  represent  seasonal  overlap.    For  example,  there  was  high  misclassification  between  Atlantic  Sharpnose  and  Blacktip  Sharks,  two  species  that  were  most  abundant  during  summer  months.    The  Sandbar  Shark  was  less  associated  with  warm  temperatures  than  the  other  Carcharhinid  species  and   99   showed  nearly  equal  misclassification  as  the  Blacktip  Shark  and  Spiny  Dogfish,  which  were  almost  exclusively  warm  and  cold  temperature  species,  respectively.    This  may  reflect  a  broad  temperature  range  for  the  Sandbar  Shark,  leading  to  a  broader  seasonal  presence  and  the  potential  for  habitat  overlap  with  species  in  both  the  warm  and  cold-­‐water  shark  assemblages.         Model  results  and  the  resulting  predicted  abundance  maps  identified  the  most  important  environmental  factors  structuring  the  Pamlico  Sound  shark  assemblage  and  confirmed  many  of  the  habitat  associations  found  during  discriminant  function  analysis.    Inlet  distance  and  temperature  were  strongly  associated  with  presence  for  the  majority  of  species  and  salinity  was  strongly  associated  with  abundance  of  all  species,  suggesting  that  these  may  be  the  main  drivers  of  shark  presence  and  abundance  within  Pamlico  Sound.    Given  the  strong  correlation  between  inlet  distance  and  salinity,  it  is  likely  that  inlet  distance  preferences  are  directly  related  to  salinity  preferences,  and  the  influence  of  these  two  factors  may  be  interchangeable.    Other  studies  of  estuarine  shark  habitat  use  have  found  that  inlet  distance  can  serve  as  a  proxy  for  salinity  preference  when  delineating  habitat  and  may  actually  be  more  useful  from  a  management  perspective  (Grubbs  and  Musick  2007,  Froeschke  et  al.  2010).    Both  temperature  and  salinity  are  major  influences  on  shark  habitat  selection:  temperature-­‐associated  movements  are  widespread  among  shark  species  and  the  majority  of  sharks  tolerate  a  relatively  narrow  range  of  high  salinities  (Schlaff  et  al.  2014).    Broadly,  seasonal  shark  presence  within  Pamlico  Sound  is  likely  driven  by  temperature  while  the  spatial  extent  of  habitat  available  within  the  estuary  is  defined  by  salinity.       100   However,  the  influence  of  other  environmental  factors  may  be  important  in  defining  habitat  on  a  more  species-­‐specific  basis.     The  effects  of  temperature  and  salinity  on  predicted  abundance  matched  the  unique  habitat  preferences  for  Spiny  Dogfish  and  Bull  Sharks  found  using  discriminant  function  analysis.    Increasing  temperature  had  a  positive  effect  on  presence  for  all  species  except  the  Spiny  Dogfish,  while  increasing  salinity  or  decreasing  inlet  distance  had  a  positive  effect  on  the  presence  of  all  species  except  the  Bull  Shark.    However,  relationships  between  abundance  and  salinity  differed  from  expectations  for  these  species.    Bull  Shark  abundance  was  positively  associated  with  increasing  salinity,  though  the  threshold  at  which  salinity  began  to  have  a  positive  effect  was  lower  for  this  species  than  the  others.    The  ability  of  Bull  Sharks  to  utilize  a  broader  salinity  range  than  other  species  has  been  noted  in  several  studies  of  multispecies  shark  assemblages  (Wiley  and  Simpfendorfer  2007,  Froeschke  et  al.  2010,  Bethea  et  al.  2014).    This  adaptation  may  allow  juvenile  Bull  Sharks  to  occupy  portions  of  estuarine  nursery  areas  that  are  inaccessible  to  other  shark  species,  allowing  them  to  reduce  competition  and  predation  risk  (Heupel  and  Simpfendorfer  2011).    Effects  of  temperature  and  salinity  on  Spiny  Dogfish  abundance  are  interesting.      Temperature  preferences  reflect  seasonal  presence,  as  Spiny  Dogfish  migrate  into  North  Carolina  waters  during  the  winter  (Stehlik  2007)  when  most  other  species  were  absent  from  Pamlico  Sound.    However,  other  shark  species  are  known  to  occur  within  the  coastal  oceanic  waters  just  outside  the  estuary  during  the  winter,  including  large  numbers  of  juvenile  Sandbar  and  Dusky  (Carcharhinus  obscurus)  Sharks  (Jensen  and  Hopkins  2001).    The  increased   101   abundance  of  Spiny  Dogfish  at  mid-­‐range  salinities  suggests  that  this  species  enters  the  estuary  to  avoid  competition  with  other  sharks,  though  observations  from  local  fishermen  also  suggest  the  sound  may  represent  a  cool  water  refuge  during  periods  when  the  Gulf  Stream  is  in  close  proximity  to  shore  (Chapter  4,  this  volume).     The  importance  of  inlet  distance  for  four  of  the  six  principle  shark  species  was  obvious  from  maps  of  predicted  abundance.    Predicted  abundances  of  Atlantic  Sharpnose  Sharks,  Blacktip  Sharks,  Sandbar  Sharks,  and  Spiny  Dogfish  were  above  the  minimum  only  within  a  certain  radius  around  Oregon,  Hatteras,  and  Ocracoke  Inlets.    These  species  are  primarily  coastal  species  associated  with  nearshore  or  lower  estuarine  environments  (Castro  1993,  Ulrich  et  al.  2007,  Sagarese  et  al.  2014b,  Bethea  et  al.  2014)  and  are  likely  transient  within  Pamlico  Sound,  making  short  foraging  trips  into  the  estuary  from  the  ocean.    Blacktip  Sharks  in  Texas  estuaries  were  predicted  to  occur  exclusively  near  tidal  inlets  (Froeschke  et  al.  2010)  and  a  study  of  shark  habitat  in  the  Florida  panhandle  that  included  both  estuarine  and  nearshore  areas  predicted  the  highest  rates  of  occurrence  for  Atlantic  Sharpnose  and  Blacktip  Sharks  at  nearshore  areas  open  to  the  Gulf  of  Mexico  (Ward-­‐Paige  et  al.  2014).    Potential  juvenile  Sandbar  Shark  habitat  in  the  Chesapeake  Bay  was  found  to  be  limited  to  within  34.5  km  of  the  estuary  mouth  (Grubbs  and  Musick  2007).    Though  salinity  preferences  prevent  these  shark  species  from  penetrating  far  into  the  estuary,  the  extremely  limited  access  through  the  inlets  creates  geographic  bottlenecks  that  may  facilitate  important  ecological  interactions  between  these  sharks  and  any  migratory  species  transiting  between  the  ocean  and  Pamlico  Sound.   102     Mapping  predicted  shark  abundances  may  have  also  identified  important  geographic  features  for  the  Bull  Shark  and  Smooth  Dogfish,  the  two  principle  species  making  more  extensive  use  of  Pamlico  Sound.    Bull  Shark  predicted  abundance  identified  two  potential  “hot  spots”  of  habitat  for  this  species  in  relatively  close  proximity  to  sources  of  freshwater  inflow:  one  at  the  Long  Shoal  River  approximately  equidistant  from  the  mouth  of  the  Pamlico  River  and  the  entrance  to  the  Albemarle  Sound,  and  one  east  of  Goose  Creek  Island  between  the  mouths  of  the  Pamlico  and  Neuse  Rivers.    As  mentioned  above,  lower-­‐salinity  habitats  may  provide  a  low-­‐mortality  environment  for  juvenile  Bull  Sharks  by  reducing  the  likelihood  of  interacting  with  other  sharks  (Heupel  and  Simpfendorfer  2011).    Also,  habitat  near  freshwater  outflows  may  allow  the  juvenile  Bull  Sharks  access  to  pulses  of  prey  from  freshwater  sources  (Matich  and  Heithaus  2014).    The  majority  of  the  potential  high-­‐abundance  area  for  Smooth  Dogfish  occurred  within  areas  of  extensive  seagrass  coverage  along  the  sound  side  of  the  Outer  Banks.    Though  juvenile  Smooth  Dogfish  are  unlikely  to  be  small  enough  to  take  shelter  within  seagrass,  these  habitats  may  provide  increased  foraging  opportunities.    Smooth  Dogfish  primarily  feed  upon  crustaceans  such  as  crabs  and  shrimp  (Rountree  and  Able  1996,  Gelsleichter  et  al.  1999),  and  many  crustacean  species  make  extensive  use  of  seagrass  habitat  (Main  1987,  Baillie  et  al.  2014).    Other  mobile  predators  such  as  Red  Drum  (Sciaenops  ocellatus)  and  Bonnethead  Sharks  (Sphyrna  tiburo)  are  known  to  associate  with  seagrass  habitat  (Heupel  et  al.  2006,  Fodrie  et  al.  2015).    Therefore  the  extensive  seagrass  beds  in  the  eastern  portions  of  Pamlico  Sound  may  be  critical  foraging  habitat  for  juvenile  Smooth  Dogfish,  and  populations  of  this   103   species  may  be  impacted  by  degradation  or  restoration  of  seagrass  habitat.    However,  habitat  preferences  based  on  foraging  opportunities  cannot  be  confirmed  without  data  on  prey  distributions,  and  habitat  selection  may  not  match  prey  distributions  if  predator  avoidance  is  prioritized  over  foraging  opportunities  (Heupel  and  Hueter  2002).     This  study  is  one  of  relatively  few  to  define  and  predict  elasmobranch  habitat  using  environmental  and  spatial  factors.    An  early  example  was  Grubbs  and  Musick  (2007),  who  used  regression  tree  analysis  to  spatially  delineate  juvenile  Sandbar  Shark  habitat  within  the  lower  Chesapeake  Bay.    Froeschke  et  al.  (2010)  followed  this  example  by  using  boosted  regression  tree  analysis  to  create  predicted  abundance  models  for  three  shark  species  in  Texas  estuaries,  then  Dedman  et  al.  (2015)  developed  the  gbm.auto  script  for  R  to  automate  the  BRT  analysis  and  mapping  processes  while  identifying  habitat  for  species  in  the  Irish  Sea  skate  complex.    Other  modeling  approaches  used  to  predict  spatial  habitat  extent  for  elasmobranchs  include  the  use  of  generalized  additive  models  to  identify  Spiny  Dogfish  habitat  in  the  northwest  Atlantic  (Sagarese  et  al.  2014a)  and  generalized  linear  mixed  models  to  spatially  delineate  habitat  for  six  shark  species  in  the  northeastern  Gulf  of  Mexico  (Ward-­‐Paige  et  al.  2014).    The  boosted  regression  tree  approach  seemed  most  appropriate  for  the  data  used  in  this  study  due  to  its  flexibility  and  statistical  power  in  situations  with  zero-­‐inflated  distributions  and  relatively  low  sample  sizes  (Elith  et  al.  2008).    However,  the  low  number  of  sets  with  positive  presence  required  extensive  trial-­‐and-­‐error  to  determine  the  combination  of  learning  rate  and  bag  fraction  that  would  allow  Gaussian  abundance  models  to   104   consistently  resolve  for  some  species.    In  similarly  data-­‐poor  situations,  which  are  common  in  elasmobranch  research,  it  may  be  most  appropriate  to  model  binary  presence/absence  only,  and  this  was  the  approach  that  ultimately  needed  to  be  taken  for  the  Blacktip  Shark.    Also,  my  study  could  benefit  from  post-­‐hoc  validation,  which  was  accomplished  by  Grubbs  and  Musick  (2007)  using  subsequent  catches  and  tag  returns  within  the  predicted  habitat  areas.    This  would  likely  be  a  simple  matter  of  mapping  NCDMF  survey  catches  from  years  after  2014  to  determine  if  they  fall  within  the  areas  of  high  predicted  abundance,  but  at  the  time  of  writing  2015  gillnet  and  longline  survey  data  were  not  yet  available.    The  final  caveat  is  the  lack  of  sets  beyond  the  2-­‐m  depth  contour  within  Pamlico  Sound,  which  lead  to  undersampling  of  much  of  the  interior,  deep  water  area  of  the  estuary.    Because  of  this,  the  habitat  models  generated  during  this  study  may  not  accurately  reflect  the  influence  of  depth  or  habitat  types  found  in  deep  areas  of  Pamlico  Sound.     Shark  diversity  within  Pamlico  Sound  is  as  diverse  as  any  estuarine  assemblage  on  the  U.S.  east  coast  (McCandless  et  al.  2002,  2007)  and  the  principle  species  represent  both  warm  and  cold-­‐water  shark  communities,  which  means  sharks  are  present  within  the  estuary  year-­‐round.    Species  presence  within  Pamlico  Sound  appears  to  be  largely  temperature-­‐driven,  while  spatial  habitat  extent  is  a  function  of  salinity  in  combination  with  other  environmental  factors.    Sharks  are  clearly  a  part  of  the  Pamlico  Sound  estuarine  community  and  patterns  of  habitat  use  within  the  estuary  may  reflect  or  facilitate  interactions  with  other  species,  including  economically-­‐important  teleost  and  crustacean  species.    With  the  identification  of  areas  regularly  used  by  sharks,  further  work  should  assess  potential  habitat  overlap   105   with  other  species  and  the  nature  and  extent  of  interactions  involving  sharks  in  Pamlico  Sound.     References    Attrill,  M.  J.,  and  S.  D.  Rundle.  2002.  Ecotone  or  ecocline:  Ecological  boundaries  in  estuaries.  Estuarine,  Coastal  and  Shelf  Science  55:929–936.  Baillie,  C.  J.,  J.  M.  Fear,  and  F.  J.  Fodrie.  2014.  Ecotone  effects  on  seagrass  and  saltmarsh  habitat  use  by  juvenile  nekton  in  a  temperate  estuary.  Estuaries  and  Coasts  38:1414–1430.  Bangley,  C.  W.,  L.  Paramore,  D.  S.  Shiffman,  and  R.  A.  Rulifson.  In  Review.  Potential  temperature-­‐driven  nursery  range  expansion  in  a  marine  apex  predator.  Ecosphere.  Bethea,  D.  M.,  M.  J.  Ajemian,  J.  K.  Carlson,  E.  R.  Hoffmayer,  J.  L.  Imhoff,  R.  D.  Grubbs,  C.  T.  Peterson,  and  G.  H.  Burgess.  2014.  Distribution  and  community  structure  of  coastal  sharks  in  the  northeastern  Gulf  of  Mexico.  Environmental  Biology  of  Fishes  98:1233–1254.  Buchheister,  A.,  and  R.  J.  Latour.  2015.  Diets  and  trophic-­‐guild  structure  of  a  diverse  fish  assemblage  in  Chesapeake  Bay,  U.S.A.  Journal  of  fish  biology  86:967–92.  Burkholder,  D.  A.,  M.  R.  Heithaus,  J.  W.  Fourqurean,  A.  Wirsing,  and  L.  M.  Dill.  2013.  Patterns  of  top-­‐down  control  in  a  seagrass  ecosystem:  could  a  roving  apex  predator  induce  a  behaviour-­‐mediated  trophic  cascade?  The  Journal  of  Animal  Ecology:1–11.   106   Bush,  A.,  and  K.  Holland.  2002.  Food  limitation  in  a  nursery  area:  estimates  of  daily  ration  in  juvenile  Scalloped  Hammerheads,  Sphyrna  lewini  (Griffith  and  Smith,  1834)  in  Kane’ohe  Bay,  O’ahu,  Hawai’i.  Journal  of  Experimental  Marine  Biology  and  Ecology  278:157–178.  Carlson,  J.  K.,  M.  R.  Heupel,  D.  M.  Bethea,  and  L.  D.  Hollensead.  2008.  Coastal  habitat  use  and  residency  of  juvenile  Atlantic  Sharpnose  Sharks  (Rhizoprionodon   terraenovae).  Estuaries  and  Coasts  31:931–940.  Castro,  J.  1996.  Biology  of  the  Blacktip  Shark,  Carcharhinus  limbatus,  off  the  southeastern  United  States.  Bulletin  of  Marine  Science  59:508–522.  Castro,  J.  I.  1993.  The  shark  nursery  of  Bulls  Bay,  South  Carolina,  with  a  review  of  the  shark  nurseries  of  the  southeastern  coast  of  the  United  States.  Environmental  Biology  of  Fishes  38:37–48.  Castro,  J.  I.  2011.  The  sharks  of  North  America.  Oxford  University  Press,  New  York,  NY.  Chapman,  D.  D.,  K.  a.  Feldheim,  Y.  P.  Papastamatiou,  and  R.  E.  Hueter.  2015.  There  and  back  again:  A  review  of  residency  and  return  migrations  in  sharks,  with  implications  for  population  structure  and  management.  Annual  Review  of  Marine  Science  7:547–570.  Conrath,  C.  L.,  and  J.  A.  Musick.  2002.  Age  and  growth  of  the  Smooth  Dogfish  (Mustelus  canis)  in  the  northwest  Atlantic  Ocean.  Fishery  Bulletin  100:674–682.  Conrath,  C.  L.,  and  J.  A.  Musick.  2008.  Investigations  into  depth  and  temperature  habitat  utilization  and  overwintering  grounds  of  juvenile  Sandbar  Sharks,   Carcharhinus  plumbeus:  the  importance  of  near  shore  North  Carolina  waters.   107   Environmental  Biology  of  Fishes  82:123–131.  Curtis,  T.  H.,  D.  H.  Adams,  and  G.  H.  Burgess.  2011.  Seasonal  distribution  and  habitat  associations  of  Bull  Sharks  in  the  Indian  River  Lagoon,  Florida:  A  30-­‐Year  synthesis.  Transactions  of  the  American  Fisheries  Society  140:1213–1226.  Dedman,  S.,  R.  Officer,  D.  Brophy,  M.  Clarke,  and  D.  G.  Reid.  2015.  Modelling  abundance  hotspots  for  data-­‐poor  Irish  Sea  rays.  Ecological  Modelling  312:77–90.  Dill,  L.,  M.  Heithaus,  and  C.  Walters.  2003.  Behaviorally  mediated  indirect  interactions  in  marine  communities  and  their  conservation  implications.  Ecology  84:1151–1157.  Dunson,  W.  A.,  and  J.  Travis.  1991.  The  role  of  abiotic  factors  in  community  organization.  American  Naturalist  138:1067–1091.  Elith,  J.,  J.  R.  Leathwick,  and  T.  Hastie.  2008.  A  working  guide  to  boosted  regression  trees.  The  Journal  of  Animal  Ecology  77:802–13.  Fautin,  D.,  P.  Dalton,  L.  S.  Incze,  J.-­‐A.  C.  Leong,  C.  Pautzke,  A.  Rosenberg,  P.  Sandifer,  G.  Sedberry,  J.  W.  Tunnell,  I.  Abbott,  R.  E.  Brainard,  M.  Brodeur,  L.  G.  Eldredge,  M.  Feldman,  F.  Moretzsohn,  P.  S.  Vroom,  M.  Wainstein,  and  N.  Wolff.  2010.  An  overview  of  marine  biodiversity  in  United  States  waters.  PloS  one  5:e11914.  Ferguson,  R.  L.,  B.  T.  Pawlak,  and  L.  L.  Wood.  1993.  Flowering  of  the  seagrass   Halodule  wrightii  in  North  Carolina,  USA.  Aquatic  Botany  46:91–98.  Fodrie,  F.  J.,  L.  A.  Yeager,  J.  H.  Grabowski,  C.  A.  Layman,  G.  D.  Sherwood,  and  M.  D.  Kenworthy.  2015.  Measuring  individuality  in  habitat  use  across  complex  landscapes:  approaches,  constraints,  and  implications  for  assessing  resource   108   specialization.  Oecologia  178:75–87.  Fonseca,  M.  S.,  and  A.  V.  Uhrin.  2009.  The  Status  of  Eelgrass,  Zostera  marina,  as  Bay  Scallop  habitat:  consequences  for  the  fishery  in  the  Western  Atlantic.  Marine  Fisheries  Review  71:20–33.  Froeschke,  J.,  G.  Stunz,  and  M.  Wildhaber.  2010.  Environmental  influences  on  the  occurrence  of  coastal  sharks  in  estuarine  waters.  Marine  Ecology  Progress  Series  407:279–292.  Gelsleichter,  J.,  J.  a.  Musick,  and  S.  Nichols.  1999.  Food  habits  of  the  Smooth  Dogfish,   Mustelus  canis,  Dusky  Shark,  Carcharhinus  obscurus,  Atlantic  Sharpnose  Shark,   Rhizoprionodon  terraenovae,  and  the  Sand  Tiger,  Carcharias  taurus,  from  the  northwest  Atlantic  Ocean.  Environmental  Biology  of  Fishes  54:205–217.  Grubbs,  R.  D.,  and  J.  A.  Musick.  2007.  Spatial  delineation  of  summer  nursery  areas  for  juvenile  Sandbar  Sharks  in  Chesapeake  Bay,  Virginia.  Pages  63–85  in  C.  T.  McCandless,  N.  E.  Kohler,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Grubbs,  R.  D.,  J.  A.  Musick,  C.  L.  Conrath,  and  J.  G.  Romine.  2007.  Long-­‐term  movements,  migration,  and  temporal  delineation  of  a  summer  nursery  for  juvenile  Sandbar  Sharks  in  the  Chesapeake  Bay  Region.  Pages  87–107  in  C.  T.  McCandless,  N.  E.  Kohler,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Guttridge,  T.  L.,  S.  H.  Gruber,  B.  R.  Franks,  S.  T.  Kessel,  K.  S.  Gledhill,  J.  Uphill,  J.   109   Krause,  and  D.  W.  Sims.  2012.  Deep  danger:  Intra-­‐specific  predation  risk  influences  habitat  use  and  aggregation  formation  of  juvenile  Lemon  Sharks   Negaprion  brevirostris.  Marine  Ecology  Progress  Series  445:279–291.  Hayden,  B.  P.,  and  R.  Dolan.  1979.  Barrier  islands,  lagoons,  and  marshes.  Journal  of  Sedimentary  Research  49:1061–1072.  Hayden,  B.  P.,  C.  Ray,  and  P.  D.  Columbia.  1984.  Classification  of  coastal  and  marine  environments.  Environmental  Conservation  11:199–207.  Heithaus,  M.  R.  2001.  Habitat  selection  by  predators  and  prey  in  communities  with  asymmetrical  intraguild  predation.  Oikos  92:542–554.  Heithaus,  M.  R.  2007.  Nursery  areas  as  essential  shark  habitats:  a  theoretical  perspective.  Pages  3–13  in  C.  McCandless,  N.  Kohler,  and  J.  Pratt,  H.L.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Heithaus,  M.  R.,  A.  J.  Wirsing,  and  L.  M.  Dill.  2012.  The  ecological  importance  of  intact  top-­‐predator  populations:  a  synthesis  of  15  years  of  research  in  a  seagrass  ecosystem.  Marine  and  Freshwater  Research  63:1039–1050.  Heupel,  M.,  and  R.  Hueter.  2002.  Importance  of  prey  density  in  relation  to  the  movement  patterns  of  juvenile  Blacktip  Sharks  (Carcharhinus  limbatus)  within  a  coastal  nursery  area.  Marine  and  Freshwater  Research  53:543–550.  Heupel,  M.  R.,  D.  M.  Knip,  C.  a.  Simpfendorfer,  and  N.  K.  Dulvy.  2014.  Sizing  up  the  ecological  role  of  sharks  as  predators.  Marine  Ecology  Progress  Series  495:291–298.   110   Heupel,  M.  R.,  and  C.  A.  Simpfendorfer.  2008.  Movement  and  distribution  of  young  Bull  Sharks  Carcharhinus  leucas  in  a  variable  estuarine  environment.  Aquatic  Biology  1:277–289.  Heupel,  M.  R.,  and  C.  a.  Simpfendorfer.  2011.  Estuarine  nursery  areas  provide  a  low-­‐mortality  environment  for  young  Bull  Sharks  Carcharhinus  leucas.  Marine  Ecology  Progress  Series  433:237–244.  Heupel,  M.  R.,  C.  A.  Simpfendorfer,  A.  B.  Collins,  and  J.  P.  Tyminski.  2006.  Residency  and  movement  patterns  of  Bonnethead  Sharks,  Sphyrna  tiburo,  in  a  large  Florida  estuary.  Environmental  Biology  of  Fishes  76:47–67.  Hueter,  R.  E.,  M.  R.  Heupel,  E.  J.  Heist,  and  D.  B.  Keeney.  2005.  Evidence  of  philopatry  in  sharks  and  implications  for  the  management  of  shark  fisheries.  Journal  of  Northwest  Atlantic  Fishery  Science  35:239–247.  Jensen,  C.  F.,  and  G.  A.  Hopkins.  2001.  Evaluation  of  bycatch  in  the  North  Carolina  Spanish  and  King  Mackerel  sinknet  fishery  with  emphasis  on  sharks  during  October  and  November  1998  and  2000  including  historical  data  from  1996-­‐1997.  A  report  to  North  Carolina  Sea  Grant  in  fulfillment  of  the  Fisheries  Resource  Grant  Project  #  98FEG-­‐47.  Jensen,  C.  F.,  T.  Thorpe,  M.  L.  Moser,  J.  J.  Francesco,  G.  A.  Hopkins,  and  D.  Beresoff.  2002.  Shark  nursery  areas  in  North  Carolina  state  waters.  Pages  61–73  in  C.  McCandless,  J.  Pratt,  H.L.,  and  N.  Kohler,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  East  Coast  waters  of  the  United  States:  an  overview.  An  internal  report  to  NOAA’s  Highly  Migratory  Species  Office.  NOAA  Fisheries  Narragansett  Lab,  Narragansett,  RI.   111   Kajiura,  S.  M.,  and  S.  L.  Tellman.  2016.  Quantification  of  massive  seasonal  aggregations  of  Blacktip  Sharks  (Carcharhinus  limbatus)  in  southeast  Florida.  PloS  one  11:e0150911.  Kenworthy,  W.  J.,  C.  A.  Buckel,  D.  E.  Carptenter,  D.  B.  Eggleston,  D.  Field,  C.  S.  Krahforst,  J.  J.  Luczkovich,  and  G.  R.  Plaia.  2012.  Development  of  aquatic  vegetation  monitoring  protocols  in  North  Carolina.  Albemarle-­‐Pamlico  National  Estuarine  Partnership  Research  Report.  APNEP,  Raleigh,  NC.  Knip,  D.,  M.  Heupel,  and  C.  Simpfendorfer.  2010.  Sharks  in  nearshore  environments:  models,  importance,  and  consequences.  Marine  Ecology  Progress  Series  402:1–11.  Lipcius,  R.,  and  A.  Hines.  1986.  Variable  functional  responses  of  a  marine  predator  in  dissimilar  homogeneous  microhabitats.  Ecology  67:1361–1371.  Main,  K.  1987.  Predator  avoidance  in  seagrass  meadows:  Prey  behavior,  microhabitat  selection,  and  cryptic  coloration.  Ecology  68:170–180.  Matich,  P.,  and  M.  R.  Heithaus.  2014.  Multi-­‐tissue  stable  isotope  analysis  and  acoustic  telemetry  reveal  seasonal  variability  in  the  trophic  interactions  of  juvenile  Bull  Sharks  in  a  coastal  estuary.  Journal  of  Animal  Ecology  83:199–213.  McCandless,  C.,  N.  Kohler,  and  J.  Pratt,  H.L.  2007.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  McCandless,  C.,  J.  Pratt,  H.L.,  and  N.  Kohler.  2002.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  East  Coast  waters  of  the  United  States :  an  overview.  An  internal  report  to  NOAA’s  Highly  Migratory  Species  Office.  Narragansett,  RI.   112   Merson,  R.  R.,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.  2001.  Distribution,  movements  and  growth  of  young  Sandbar  Sharks,  Carcharhinus  plumbeus,  in  the  nursery  grounds  of  Delaware  Bay.  Environmental  Biology  of  Fishes  61:13–24.  Paterson,  A.  W.,  and  A.  K.  Whitfield.  2000.  Do  shallow-­‐water  habitats  function  as  refugia  for  juvenile  fishes?  Estuarine,  Coastal  and  Shelf  Science  51:359–364.  Roelofs,  E.  W.,  and  D.  F.  Bumpus.  1953.  The  hydrography  of  Pamlico  Sound.  Bulletin  of  Marine  Science  of  the  Gulf  and  Carribbean  3:181–205.  Ross,  S.  T.,  and  S.  Url.  1986.  Resource  partitioning  in  fish  assemblages :  A  review  of  field  studies.  Copeia  1986:352–388.  Ross,  S.  W.  2003.  The  relative  value  of  different  estuarine  nursery  areas  in  North  Carolina  for  transient  juvenile  marine  fishes.  Fishery  Bulletin  101:384–404.  Rountree,  R.  A.,  and  K.  W.  Able.  1996.  Seasonal  abundance,  growth,  and  foraging  habits  of  juvenile  smooth  dogfish,  Mustelus  canis,  in  a  New  Jersey  estuary.  Fishery  Bulletin  94:522–534.  Sagarese,  S.  R.,  M.  G.  Frisk,  R.  M.  Cerrato,  K.  a.  Sosebee,  J.  A.  Musick,  and  P.  J.  Rago.  2014a.  Application  of  generalized  additive  models  to  examine  ontogenetic  and  seasonal  distributions  of  Spiny  Dogfish  (Squalus  acanthias)  in  the  Northeast  (US)  shelf  large  marine  ecosystem.  Canadian  Journal  of  Fisheries  and  Aquatic  Sciences  71:847–877.  Sagarese,  S.  R.,  M.  G.  Frisk,  T.  J.  Miller,  K.  A.  Sosebee,  J.  A.  Musick,  and  P.  J.  Rago.  2014b.  Influence  of  environmental,  spatial,  and  onogenetic  variables  on  habitat  selection  and  management  of  Spiny  Dogfish  in  the  Northeast  (US)  shelf  large  marine  ecosystem.  Canadian  Journal  of  Fisheries  and  Aquatic  Sciences  71:567– 113   580.  Schlaff,  A.  M.,  M.  R.  Heupel,  and  C.  A.  Simpfendorfer.  2014.  Influence  of  environmental  factors  on  shark  and  ray  movement,  behaviour  and  habitat  use:  a  review.  Reviews  in  Fish  Biology  and  Fisheries  24:1089–1103.  Schwartz,  F.  J.  2012.  Bull  Sharks  in  North  Carolina.  Journal  of  the  North  Carolina  Academy  of  Sciences  128:88–91.  Shaw,  A.  L.,  B.  S.  Frazier,  J.  R.  Kucklick,  and  G.  Sancho.  2016.  Trophic  ecology  of  a  predatory  community  in  a  shallow-­‐water,  high-­‐salinity  estuary  assessed  by  stable  isotope  analysis.  Marine  and  Coastal  Fisheries  8:46–61.  Speed,  C.  W.,  I.  C.  Field,  M.  G.  Meekan,  and  C.  J.  A.  Bradshaw.  2010.  Complexities  of  coastal  shark  movements  and  their  implications  for  management.  Marine  Ecology  Progress  Series  408:275–293.  Stehlik,  L.  L.  2007.  Spiny  Dogfish,  Squalus  acanthias,  life  history  and  habitat  characteristics.  NOAA  Technical  Memorandum  NMFS-­‐NE-­‐203.  Ulrich,  G.  F.,  C.  M.  Jones,  W.  B.  I.  Driggers,  J.  M.  Drymon,  D.  Oakley,  and  C.  Riley.  2007.  Habitat  utilization,  relative  abundance,  and  seasonality  of  sharks  in  the  estuarine  and  nearshore  waters  of  South  Carolina.  Pages  125–139  in  C.  McCandless,  N.  Kohler,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Vaudo,  J.  J.,  and  M.  R.  Heithaus.  2013.  Microhabitat  selection  by  marine  mesoconsumers  in  a  thermally  heterogeneous  habitat:  behavioral  thermoregulation  or  avoiding  predation  risk?  PloS  one  8:e61907.   114   Ward-­‐Paige,  C.  a.,  G.  L.  Britten,  D.  M.  Bethea,  and  J.  K.  Carlson.  2014.  Characterizing  and  predicting  essential  habitat  features  for  juvenile  coastal  sharks.  Marine  Ecology:1–13.  Wiley,  T.,  and  C.  Simpfendorfer.  2007.  The  ecology  of  elasmobranchs  occurring  in  the  Everglades  National  Park,  Florida:  implications  for  conservation  and  management.  Bulletin  of  Marine  Science  80:171–189.     115     Tables  Table  2-­‐1.    Total  number  captured  and  mean  ±  standard  deviation  total  length  (TL)  and  environmental  factor  measurements  for  each  shark  species  captured  during  NCDMF  gillnet  and  longline  surveys  within  Pamlico  Sound.    Species  denoted  with  an  asterisk  were  designated  principle  species.     Species   N   TL  (mm)  (Min-­‐Max)   Depth  (m)  (Min-­‐Max)   Temp  (°C)  (Min-­‐Max)   Sal  (ppt)  (Min-­‐Max)   DO  (mg/L)  (Min-­‐Max)   SAV  Dist  (m)  (Min-­‐Max)   Inlet  Dist  (km)  (Min-­‐Max)  *Atlantic  Sharpnose  Shark   Rhizoprionodon  terraenovae   98   722.9  ±  209.1  (338-­‐1040)   1.7  ±  0.7  (0.6-­‐4.0)   26.1  ±  2.6  (18.3-­‐30.6)   28.2  ±  5.0  (17.1-­‐35.6)   7.1  ±  0.9  (5.3-­‐11.6)   639.6  ±  732.9  (0.0-­‐2773.5)   8.3  ±  5.6  (0.2-­‐39.7)  *Blacktip  Shark   Carcharhinus  limbatus   52   1305.7  ±  108.5  (819-­‐1638)   2.1  ±  0.7  (0.4-­‐3.4)   28.6  ±  1.6  (24.4-­‐32.0)   24.9  ±  5.0  (12.4-­‐35.6)   6.9  ±  1.1  (3.5-­‐10.4)   1038.5  ±  1138.9  (0.0-­‐5373.2)   7.8  ±  3.8  (0.0-­‐21.7)  Bonnethead  Shark   Sphyrna  tiburo   21   909.7  ±  86.1  (748-­‐1104)   1.6  ±  0.6  (0.6-­‐2.3)   28.3  ±  1.8  (25.6-­‐31.4)   26.7  ±  3.5  (19.8-­‐31.2)   7.6  ±  1.3  (5.6-­‐9.3)   40.3  ±  54.2  (0.0-­‐203.9)   13.7  ±  10.0  (3.6-­‐32.0)  *Bull  Shark   Carcharhinus  leucas   48   849.6  ±  230.1  (598-­‐1829)   1.5  ±  0.6  (0.6-­‐3.4)   27.9  ±  2.6  (19.7-­‐32.9)   19.6  ±  4.0  (6.0-­‐27.6)   6.8  ±  1.1  (4.0-­‐9.5)   1332.2  ±  1372.8  (0.0-­‐5698.1)   36.6  ±  6.3  (11.1-­‐48.2)  Finetooth  Shark   Carcharhinus  isodon   9   671.0  ±  288.3  (493-­‐1435)   2.0  ±  0.2  (1.5-­‐2.4)   26.8  ±  1.2  (26.3-­‐29.9)   26.6  ±  1.7  (25.9-­‐31.1)   6.4  ±  0.3  (6.0-­‐7.1)   40.8  ±  122.4  (0.0-­‐367.2)   8.3  ±  2.3  (3.4-­‐12.7)  Unknown/Misidentified   Carcharhinus  sp.   44   457.4  ±  64.0  (320-­‐582)   2.2  ±  0.5  (0.8-­‐2.4)   26.8  ±  1.1  (22.8-­‐28.6)   27.4  ±  3.0  (20.8-­‐29.8)   7.4  ±  0.5  (6.5-­‐8.9)   260.8  ±  175.9  (0.0-­‐1048.9)   11.3  ±  9.3  (6.1-­‐40.6)  Sand  Tiger  Shark   Carcharias  taurus   2   1003.5  ±  157.7  (829-­‐1115)   3.1  ±  1.3  (2.1-­‐4.0)   20.3  ±  7.7  (14.8-­‐25.8)   21.4  ±  2.6  (19.5-­‐23.2)   7.6  ±  2.4  (5.9-­‐9.3)   1378.4  ±  1797.6  (107.3-­‐2649.4)   21.2  ±  21.4  (6.1-­‐36.3)  *Sandbar  Shark   Carcharhinus  plumbeus   49   875.4  ±  269.1  (597-­‐2033)   2.2  ±  0.8  (0.6-­‐3.7)   21.8  ±  4.5  (12.3-­‐27.5)   25.9  ±  3.5  (18.0-­‐32.3)   7.8  ±  1.2  (5.3-­‐11.6)   491.0  ±  679.7  (0.0-­‐2925.0)   12.3  ±  6.7  (2.7-­‐32.3)  Scalloped  Hammerhead   Sphyrna  lewini   1   1189   2.1   27   25.3   7.9   273.5   4.4  *Smooth  Dogfish   Mustelus  canis   1582   674.2  ±  112.3  (332-­‐1228)   1.6  ±  0.6  (0.5-­‐4.3)   25.4  ±  4.4  (10.6-­‐32.4)   27.5  ±  2.7  (16.8-­‐34.7)   7.7  ±  1.6  (2.0-­‐15.6)   90.7  ±  179.4  (0.0-­‐1880.3)   14.4  ±  8.6  (1.3-­‐35.5)  Spinner  Shark   Carcharhinus  brevipinna   3   504.0  ±  16.7  (489-­‐552)   2.4  ±  0.6  (1.8-­‐3.0)   28.8  ±  1.3  (27.5-­‐30.1)   29.7  ±  0.7  (28.4-­‐29.8)   5.2  ±  0.8  (4.6-­‐6.1)   1131.4  ±  1079.3  (477.5-­‐2377.2)   9.0  ±  0.6  (8.5-­‐9.8)  *Spiny  Dogfish   Squalus  acanthias   499   855.6  ±  70.4  (511-­‐1010)   1.8  ±  0.5  (0.5-­‐2.9)   12.9  ±  3.1  (3.4-­‐29.9)   21.2  ±  4.8  (6.7-­‐34.7)   9.9  ±  1.8  (6.0-­‐14.3)   61.6  ±  124.1  (0.0-­‐1336.0)   13.4  ±  9.1  (2.8-­‐34.1)     116    Table  2-­‐2.    Canonical  eigenvalues,  cumulative  percent  of  variation  explained,  and  canonical  structure  from  discriminant  function  analysis  classifying  principle  shark  species  by  environmental  factors.             Canonical  Structure      Canonical   Eigenvalue   Cumulative  %   Depth   Temp   Sal   DO   SAV  Dist   Inlet  Dist  1   2.11   71.5   -­‐0.13   0.96   0.67   -­‐0.64   0.18   0.04  2   0.67   94.1   0.1   0.06   -­‐0.43   -­‐0.11   0.86   0.34  3   0.15   99.4   0.35   -­‐0.1   0.15   0.01   0.38   -­‐0.9  4   0.01   99.8   -­‐0.47   -­‐0.18   0.52   -­‐0.15   0.18   -­‐0.01  5   0.01   100   0.79   -­‐0.18   0.27   -­‐0.25   0.13   0.23     117    Table  2-­‐3.    Percent  of  individuals  of  principle  shark  species  classified  as  each  species  based  on  environmental  factors  by  discriminant  function  analysis.    Correct  classifications  are  in  bold.   Species       Predicted        Actual   Atl  Sharpnose  Shark   Blacktip  Shark   Bull  Shark   Sandbar  Shark   Smooth  Dogfish   Spiny  Dogfish  Atl  Sharpnose  Shark   28.4   16.8   1.1   4.2   45.3   4.2  Blacktip  Shark   7.7   50.0   9.6   0.0   32.7   0.0  Bull  Shark   0.0   2.1   91.7   2.1   2.1   2.1  Sandbar  Shark   4.7   25.6   2.3   18.6   27.9   20.9  Smooth  Dogfish   0.3   1.2   0.0   9.8   82.3   6.4  Spiny  Dogfish   0.2   0.0   0.0   4.4   3.2   92.2     118    Table  2-­‐4.    Linear  correlations  between  environmental  factors  recorded  during  2007-­‐2014  NCDMF  gillnet  and  longline  surveys  in  Pamlico  Sound.       Depth   Temp   Sal   DO   SAV  Dist   Inlet  Dist  Depth   1.00            Temp   0.11   1.00          Sal   0.15   0.07   1.00        DO   -­‐0.13   -­‐0.54   -­‐0.03   1.00      SAV  Dist   0.24   0.10   -­‐0.04   -­‐0.10   1.00    Inlet  Dist   -­‐0.14   -­‐0.04   -­‐0.67   -­‐0.03   0.06   1.00     119    Table  2-­‐5.    Parameters  (lr=learning  rate,  bf=bag  fraction)  and  contribution  (%  of  tree  splits)  for  binary  presence/absence  and  Gaussian  abundance  BRT  models  predicting  abundance  of  principle  shark  species  in  Pamlico  Sound.    Bold  text  denotes  the  three  environmental  factors  contributing  the  most  tree  splits  for  each  species.     Binary  Model       %  Contribution      Species   lr   bf   N  Trees   Depth   Temp   Sal   DO   SAV  Dist   Inlet  Dist  Atl  Sharpnose  Shark   0.001   0.55   1950   3.56   20.26   14.27   21.39   16.32   24.20  Blacktip  Shark   0.001   0.5   1650   2.72   23.36   15.08   10.22   26.79   21.85  Bull  Shark   0.00044   0.78   4050   3.27   21.94   13.07   13.34   17.61   30.78  Sandbar  Shark   0.00015   0.8   2415   12.73   14.60   16.71   31.72   7.62   16.62  Smooth  Dogfish   0.001   0.5   7200   4.49   17.21   33.62   8.95   16.86   18.86  Spiny  Dogfish   0.001   0.5   4850   8.57   30.15   12.94   11.35   11.68   25.31     Gaussian  Model       %  Contribution      Species   lr   bf   N  Trees   Depth   Temp   Sal   DO   SAV  Dist   Inlet  Dist  Atl  Sharpnose  Shark   0.001   0.55   3550   21.99   11.07   20.93   17.14   23.07   5.79  Bull  Shark   0.00044   0.78   3500   28.06   3.94   24.92   5.02   14.86   23.20  Sandbar  Shark   0.00015   0.8   105   12.21   0.48   33.01   31.58   22.21   0.00  Smooth  Dogfish   0.001   0.5   1150   4.85   15.66   26.68   21.81   8.63   22.37  Spiny  Dogfish   0.001   0.5   2600   7.64   19.02   30.14   14.48   9.46   19.26   120     Figures    Figure  2-­‐1.    North  Carolina  Division  of  Marine  Fisheries  (NCDMF)  gillnet  (red  triangeles)  and  longline  (blue  circles)  survey  stations  within  Pamlico  Sound  from  2007-­‐2014.   121        Figure  2-­‐2.    Mean  CPUE  (sharks/set)  by  year,  season,  and  month  for  A.  Smooth  and  Spiny  Dogfish  and  B.  Atlantic  Sharpnose,  Blacktip,  Bull,  and  Sandbar  Sharks  captured  in  Pamlico  Sound  from  2007-­‐2014.     122        Figure  2-­‐3.    Discriminant  function  analysis  canonical  correspondence  plot  showing  classification  of  principle  shark  species  based  on  canonicals  1  and  2.    Correlations  between  canonicals  and  environmental  factors  are  shown  in  the  biplot  rays,  and  ellipses  represent  95  %  confidence  intervals.   123        Figure  2-­‐4.    Environmental  grids  for  Pamlico  Sound  representing  A.  static  spatial  features  (depth,  SAV  distance,  and  inlet  distance)  and  temperature,  salinity,  and  dissolved  oxygen  during  B.  summer  and  C.  winter.   124        Figure  2-­‐5.    Marginal  effect  plots  showing  the  influence  of  the  three  environmental  factors  that  contributed  most  to  the  binary  BRT  model  in  predicting  presence  of  the  six  principle  shark  species  within  Pamlico  Sound.   125      Figure  2-­‐6.    Marginal  effect  plots  showing  the  influence  of  the  three  environmental  factors  contributing  the  most  to  the  Gaussian  BRT  model  on  abundance  for  five  of  the  principle  shark  species  in  Pamlico  Sound.   126    Figure  2-­‐7.    Predicted  abundance  maps  for  the  six  principle  shark  species  within  Pamlico  Sound  based  on  combined  presence/absence  and  abundance  BRT  results.    Predicted  Blacktip  Shark  abundance  is  based  only  on  the  presence/absence  model.           Chapter  3  Nursery  Habitat  and  Resource  Partitioning  in  the  Elasmobranch  Community  of  a  North  Carolina  Estuary     Abstract       In  marine  communities,  resource  partitioning  can  be  as  important  as  abiotic  environmental  preferences  in  determining  habitat  use  patterns.    We  attempted  to  identify  patterns  of  habitat  use  and  determine  the  influence  of  resource  partitioning  among  the  elasmobranch  community  in  Back  and  Core  Sounds,  North  Carolina  using  a  combination  of  fishery-­‐independent  survey  and  acoustic  telemetry  methods.    Gillnet,  longline,  drumline,  and  rod  and  reel  sampling  captured  a  total  of  160  elasmobranchs  representing  12  species  within  the  estuary,  and  differences  between  seven  principle  species  were  assessed  in  terms  of  temporal,  environmental,  and  spatial  habitat  factors.    Three  Blacknose  Sharks  (Carcharhinus  acronotus)  and  one  Blacktip  Shark  (Carcharhinus  limbatus)  were  tagged  with  acoustic  transmitters,  and  estuarine  microhabitat  preferences  of  these  and  other  previously-­‐tagged  predators  were  recorded  using  acoustic  receivers  deployed  at  deep  channel,  seagrass,  sand  flat,  and  oyster  reef  sites.    Back  and  Core  Sounds  may  function  as  primary  nursery  habitat  for  Atlantic  Sharpnose  Sharks  (Rhizoprionodon  terraenovae),  Cownose  Rays  (Rhinoptera  bonasus),  and  Smooth  Dogfish  (Mustelus  canis),  and  as  secondary  nursery  and  foraging  habitat  for  Blacktip  Sharks.    The  elasmobranch  community  was  broadly  divided  into  cool  and  warm  temperature  communities.    Blacknose  and   128   Blacktip  Sharks  showed  evidence  of  spatial  resource  partitioning  based  on  distance  from  the  nearest  inlet.    Four  elasmobranch  species  were  detected  by  acoustic  receivers  and  were  primarily  detected  at  night.    One  large  Bull  Shark  (Carcharhinus   leucas)  repeatedly  visited  receiver  stations  near  oyster  reef  habitat.    Generally,  larger  sharks  occurred  in  the  estuary  at  night,  suggesting  elevated  predation  risk  for  small  and  juvenile  elasmobranchs  as  well  as  other  estuarine  species  at  these  times.     Introduction       Marine  predators  can  significantly  influence  marine  communities  through  direct  and  indirect  interspecific  interactions  (Heithaus  et  al.  2012).    Elasmobranchs  typically  occupy  high  trophic  levels  within  marine  communities,  and  some  species  function  as  apex  predators  in  these  ecosystems  (Cortés  1999,  Heithaus  et  al.  2010,  Hussey  et  al.  2015b).    The  habitat  use  patterns  of  elasmobranchs,  particularly  apex  predator  shark  species,  can  have  top-­‐down  ecosystem  effects  throughout  the  food  web  to  the  level  of  primary  producers  (Vaudo  and  Heithaus  2013,  Burkholder  et  al.  2013,  Heithaus  et  al.  2014).    Therefore,  knowledge  of  habitat  use  by  elasmobranchs  may  be  an  important  factor  in  measuring  ecosystem  health  and  productivity.    This  may  be  especially  important  in  estuaries,  where  many  processes  are  driven  by  top-­‐down  trophic  effects  (Heck  and  Valentine  2007).     Habitat  use  by  sharks  is  likely  driven  by  a  combination  of  abiotic  factors,  in  the  form  of  environmental  preferences,  and  biotic  factors,  in  the  form  of  interspecific  relationships  with  prey,  competitors,  or  predators  (Heithaus  2007).     129   Depending  on  body  size,  sharks  can  function  as  apex  predators  or  mesopredators,  though  local  environmental  conditions  may  determine  the  trophic  role  of  a  given  species  in  a  given  habitat  (Heupel  et  al.  2014).    Sharks  often  use  estuarine  habitats  as  nurseries,  which  can  be  classified  as  primary  nurseries  where  parturition  occurs  or  secondary  nurseries  functioning  as  foraging  habitat  or  shelter  for  juveniles  (Bass  1978).    In  near  shore  oceanic  and  estuarine  environments,  multiple  shark  species  and  size  classes  may  coexist  (Simpfendorfer  and  Milward  1993)  and  competition  may  lead  to  resource  partitioning  among  sympatric  elasmobranchs  and  other  high  tropic-­‐level  predators  (Heithaus  and  Vaudo  2012).    Resource  partitioning  is  widespread  among  fishes  and  can  be  expressed  as  trophic,  spatial,  or  temporal  differences  in  habitat  use  between  species  occupying  the  same  system  (Ross  and  Url  1986).    Different  types  of  resource  partitioning  have  been  observed  among  elasmobranchs:  species  with  similar  prey  preferences  showed  differences  in  spatial  habitat  use  within  Apalachicola  Bay,  Florida  (Bethea  et  al.  2004),  while  different  species  occupying  the  same  spatial  area  within  Cleveland  Bay  showed  evidence  of  trophic  resource  partitioning  (Kinney  et  al.  2011).    Few  studies  have  assessed  diel  habitat  use  by  elasmobranchs,  but  four  of  six  Carcharhinid  shark  species  captured  in  longline  surveys  conducted  along  the  southeastern  coast  of  the  United  States  were  primarily  caught  at  night  (Driggers  et  al.  2012).  A  variety  of  methods  can  be  used  to  investigate  habitat  use  by  elasmobranchs,  and  each  approach  has  its  own  unique  set  of  requirements  and  limitations  (Simpfendorfer  and  Heupel  2012).    While  catch  rates  from  fishery-­‐independent  surveys  can  cover  a  broad  spatial  area,  acoustic  telemetry  can  provide   130   24-­‐hour  tracking  of  multiple  species  at  finer  spatial  scales  (Simpfendorfer  and  Heupel  2012,  Donaldson  et  al.  2014).    In  this  study,  we  use  a  combination  of  fishery-­‐independent  survey  data  and  acoustic  telemetry  to  identify  estuary-­‐  and  microhabitat-­‐scale  patterns  of  habitat  use  and  to  determine  whether  resource  partitioning  is  occurring  between  elasmobranchs  in  a  warm-­‐temperate  estuarine  ecosystem.     Methods     Fishery-­‐Independent  Survey  Elasmobranchs  were  captured  during  a  shark  survey  conducted  in  Back  and  Core  Sounds,  North  Carolina,  using  gillnet,  longline,  and  drumline  gear  (Figure  1).    Sampling  occurred  from  March  21  to  November  16  in  2014  and  from  April  13  to  October  15  in  2015.    Most  sampling  occurred  between  1200  and  2200  hours  in  order  to  ensure  sampling  before  and  after  sunset,  though  some  opportunistic  sampling  occurred  outside  this  time  frame.    Sampling  sites  were  chosen  using  a  stratified-­‐random  strategy  in  which  the  area  from  lower  Newport  River  to  Jarrett  Bay  was  divided  into  five  major  strata  based  on  expected  environmental  differences,  which  were  then  further  divided  into  6-­‐9  numbered  substrata  that  were  randomly  chosen  before  each  sampling  date.    Gillnet  gear  measured  45  m  in  length  and  2  m  in  height,  and  was  comprised  of  five  9-­‐m  panels  ranging  from  2.5-­‐  to  14-­‐cm  stretched  mesh.    Longline  gear  consisted  of  a  274-­‐m  mainline  with  20-­‐30  gangions  constructed  of  1  m  of  136  kg-­‐test  monofilament  line  and  a  12/0  circle  hook.     131   Drumline  gear  consisted  of  a  single  15-­‐m  long,  408.23  kg-­‐test  monofilament  leader  with  a  15/0  circle  hook  mounted  on  a  18.14-­‐kg  weight.    Longline  hooks  were  baited  with  cut  Atlantic  Mackerel  (Scomber  scombrus)  supplemented  by  locally  available  baitfish,  and  the  drumline  was  baited  with  cut  sections  of  Spiny  Dogfish  (Squalus   acanthias),  Atlantic  Sharpnose  Shark  (Rhizoprionodon  terraenovae),  or  Striped  bass  (Morone  saxatilis).    When  possible,  a  combination  of  multiple  gear  types  was  deployed  simultaneously  within  100  m  of  each  other.    Soak  time  was  limited  to  30  minutes  for  all  gears.    Elasmobranch  catches  were  occasionally  supplemented  using  rod  and  reel  gear  deployed  during  soak  times.  At  each  station,  depth  (m)  was  recorded  using  an  onboard  depth  sounder  and  temperature  (°C),  salinity  (ppt),  and  dissolved  oxygen  (mg/L)  were  recorded  from  the  middle  of  the  water  column  using  a  YSI  Pro  2030  water  quality  meter.    Set  time  (hours,  24  hour  cycle)  was  recorded  at  time  of  gear  deployment.    All  sampling  locations  were  plotted  in  ArcGIS  10.1,  and  straight-­‐line  distance  from  the  nearest  inlet  (km)  and  the  nearest  seagrass  bed  (m)  were  calculated  using  the  spatial  join  function.    Inlet  locations  were  represented  by  lines  drawn  across  the  entrances  to  Beaufort  and  Barden’s  Inlets  in  ArcGIS,  while  seagrass  bed  locations  were  taken  from  layers  generated  by  the  Albemarle-­‐Pamlico  National  Estuarine  Partnership’s  submerged  aquatic  vegetation  (SAV)  mapping  data  (Kenworthy  et  al.  2012)    In  the  remainder  of  the  manuscript  all  of  these  temporal,  spatial,  and  environmental  factors  are  referred  to  collectively  as  habitat  variables.         All  captured  elasmobranchs  were  identified  to  species  and  sex  was  recorded.    Total  length  (TL,  mm)  and  fork  length  (FL,  mm)  were  recorded  for  all  sharks,  and   132   disc  width  (DW,  mm)  was  recorded  for  all  batoids.    For  each  species  mean  habitat  variables  were  calculated.    Species  with  catches  greater  than  10  individuals  in  the  survey  were  considered  principle  species  for  further  analysis,  with  the  exception  of  the  blacktip  shark  (Carcharhinus  limbatus),  which  was  a  target  species  in  the  survey  and  included  in  further  analysis  in  spite  of  a  lower  sample  size.    Spatial  overlap  between  principle  species  was  expressed  as  the  percentage  of  sets  in  which  a  given  species  was  captured  and  which  also  contained  the  other  species.    Discriminant  function  analysis  (DFA)  was  used  to  determine  whether  the  principle  species  could  be  correctly  classified  based  on  habitat  variables.    Prior  to  comparisons  between  species,  overall  set  time  was  checked  for  a  VonMises  distribution  using  Watson’s  U2  test  and  for  a  bias  in  time  distribution  using  Rayleigh’s  test  of  uniformity  (Fisher  1993,  Zar  1999).    All  other  variables  were  checked  for  a  normal  distribution  using  histogram  and  qq  plot  analyses.    Watson’s  two-­‐sample  test  was  used  for  comparisons  between  mean  set  time  for  each  species  and  overall  set  time,  and  for  pairwise  comparisons  between  species.    Oneway  ANOVA  procedure  and  Tukey’s  Honestly  Significant  Difference  analysis  were  used  to  make  pairwise  comparisons  in  other  habitat  variables  between  species.    Statistics  involving  set  time  were  calculated  using  the  package  “circular”  in  R  to  account  for  the  circular  nature  of  time  data,  while  calculations  involving  all  other  variables  were  performed  in  JMP  Pro  12.       Acoustic  Telemetry  Acoustic  telemetry  occurred  during  the  2015  survey  season  and  was  used  to  assess  fine-­‐scale  habitat  preferences.    Four  species  were  targeted  for  acoustic   133   tagging:  the  Blacknose  Shark  (Carcharhinus  acronotus),  Bull  Shark  (Carcharhinus   leucas),  Blacktip  Shark,  and  Bonnethead  Shark  (Sphyrna  tiburo).    Condition  was  assessed  using  signs  of  stress  such  as  coloration  and  responsiveness  to  stimuli,  and  sharks  in  good  condition  were  selected  for  internal  acoustic  tagging.    Sharks  selected  for  tagging  were  placed  in  a  state  of  tonic  immobility  and  gills  were  irrigated  with  flowing  seawater  from  a  hose  inserted  into  the  mouth.    Prior  to  surgery,  an  incision  site  was  chosen  on  the  left  ventral  side  of  the  shark  approximately  2/3  of  the  distance  from  the  mouth  to  the  pelvic  fins.    The  incision  site  was  disinfected  by  swabbing  with  Novalsan  and  locally  anesthetized  using  a  0.2-­‐mL  lidocaine  injection,  then  an  approximately  4-­‐5.5  cm  incision  was  made  through  the  skin  and  musculature  into  the  body  cavity.    A  sterilized  Vemco  V16  69-­‐kHz  transmitter  was  inserted  into  the  body  cavity  through  the  incision,  which  was  then  closed  using  an  interrupted  stitching  pattern.    After  surgery,  sharks  were  returned  to  the  water  and  held  alongside  the  boat  until  normal  swimming  behavior  resumed  and  then  released.    All  surgical  and  handling  procedures  were  approved  by  ECU’s  Institutional  Animal  Care  and  Use  Committee  (AUP  #  D306).     Transmitters  were  detected  by  Vemco  VR2W  69  kHz  receivers  deployed  in  the  area  surrounding  Middle  Marsh,  an  isolated  shallow  salt  marsh  habitat  in  the  center  of  Back  Sound,  with  the  goal  of  determining  habitat  preferences  of  the  tagged  sharks  (Figure  1).    This  site  was  chosen  due  to  the  variety  of  discrete  subtidal  habitat  types  around  the  perimeter  of  the  marsh  and  its  location  between  the  two  main  channels  running  through  the  estuary,  with  the  assumption  that  sharks  would  use  these  channels  to  move  in  and  out  of  Back  Sound.    Receivers  were  housed  in  PVC   134   tubes  mounted  inside  half-­‐cinderblocks  and  connected  to  the  surface  by  a  single  polypropylene  line  tied  to  a  foam  crab  pot  float  or  “poly  ball”  buoy.    Deployment  sites  were  chosen  to  ensure  that  a  single  subtidal  habitat  type  was  spatially  dominant  within  the  receiver’s  detection  range.    Four  habitat  types  were  represented:  deep  (>  2  m)  channels,  shallow  sand  flats,  oyster  reefs,  and  seagrass  beds.    Receivers  were  deployed  at  sites  both  relatively  near  and  far  from  Beaufort  Inlet,  the  nearest  opening  to  the  Atlantic  Ocean.    Deployment  sites  were  given  a  two-­‐letter  designation  based  on  the  habitat  type  and  distance  from  the  inlet:  channel  (C),  sand  flat  (S),  oyster  reef  (O),  and  seagrass  (G),  followed  by  near  (N)  or  far  (F)  from  the  inlet  (e.g.,  GN  would  designate  the  seagrass  near  inlet  site).    Receivers  were  deployed  at  seagrass  and  sand  flat  sites  on  May  28  and  an  additional  four  receivers  loaned  by  the  Ocean  Tracking  Network  (OTN)  were  deployed  at  deep  channel  and  oyster  reef  sites  on  September  30,  2015.    Receivers  remained  in  the  water  until  retrieval  and  data  download  on  November  11-­‐12,  2015.    Prior  to  retrieval,  receiver  range  was  tested  by  lowering  a  test  tag  approximately  1  m  under  the  surface  for  5  min  at  increasing  distances  from  the  receiver,  after  which  exact  distance  was  calculated  using  ArcGIS.    Detection  efficiency  was  calculated  as  the  proportion  of  detected  transmissions  out  of  expected  transmissions  over  distance.         Transmitter  numbers  that  did  not  correspond  to  any  of  the  sharks  tagged  in  this  study  were  identified  through  the  tag  database  maintained  by  the  Atlantic  Cooperative  Telemetry  (ACT)  Network  (Brown  2012,  www.theactnetwork.com)  and  were  included  in  habitat  use  analysis  with  the  permission  of  the  researchers  responsible  for  tagging.    Habitat  preference  was  assessed  for  each  species  by   135   observing  the  number  of  detections  and  number  of  visits,  defined  as  discrete  periods  of  sustained  detection.    Temporal  patterns  of  habitat  use  were  also  assessed  by  date  and  time  of  day,  which  was  classified  by  dividing  hours  of  the  day  into  Day  (0730-­‐1800  hours),  Night  (2000-­‐0500  hours)  and  Twilight  (0500-­‐0730  or  1800-­‐2000  hours).    For  species  with  a  sufficient  number  of  detections,  the  mean  hour  of  presence  in  the  Middle  Marsh  array  and  at  each  receiver  were  calculated.    Rayleigh’s  test  of  uniformity  was  used  to  determine  whether  detections  occurred  over  a  statistically  significant  time  period.         Results     Fishery-­‐Independent  Survey     Sampling  covered  a  time  frame  between  0700  and  0200  hours  the  following  day,  though  most  survey  sets  occurred  between  1100  and  2100  hours.    Mean  set  time  (±  standard  deviation)  was  1707  ±  055.    Watson’s  test  of  uniformity  showed  that  set  time  data  fit  a  VonMises  distribution  (U2  =  0.1633,  p  <  0.01)  and  Rayleigh’s  test  of  uniformity  showed  that  the  time  covered  by  the  survey  fit  a  definite  temporal  range  (Z  =  0.656,  p  <  0.0001).    All  other  factors  fit  a  normal  distribution.     Over  both  sampling  years,  160  elasmobranchs  of  12  positively  identified  species  were  captured  (Table  1).    In  addition,  two  sharks  visually  identified  as  members  of  the  genus  Carcharhinus  broke  out  of  the  gear  before  they  could  be  brought  onboard  and  processed.    The  most  common  elasmobranchs  captured  were  spiny  dogfish,  Atlantic  Sharpnose  shark,  and  Southern  Stingray  (Dasyatis   136   americana).    Length  measurements  for  the  Atlantic  Sharpnose  Shark  covered  neonate  to  mature  adult  size  ranges  (Loefer  and  Sedberry  2003),  though  no  individuals  between  young-­‐of-­‐year  and  mature  size  ranges  were  captured  (Figure  2).    Back  Sound  was  further  confirmed  as  a  primary  nursery  for  Atlantic  Sharpnose  Sharks  by  the  capture  of  a  pregnant  female  that  gave  birth  to  fully-­‐developed  neonates  onboard  the  research  vessel  during  processing.    Cownose  Rays  (Rhinoptera  bonasus)  and  Smooth  Dogfish  (Mustelus  canis)  showed  a  similar  length-­‐fequency  pattern,  with  individuals  of  age  0-­‐1  and  mature  size  ranges  present  (Smith  and  Merriner  1987,  Conrath  and  Musick  2002)  but  older  juveniles  and  subadults  absent.      All  Blacktip  Sharks  fell  within  age  1+  juvenile  size  ranges  (Barry  et  al.  2008),  and  juveniles  also  were  present  among  Bluntnose  Stingrays  (Dasyatis  say),  Sandbar  Sharks  (Carcharhinus  plumbeus),  and  Southern  Stingrays.    Only  subadult  or  adult  size  classes  of  Blacknose  Sharks,  Bull  sharks,  Bonnetheads,  and  Spiny  Dogfish  were  captured  (Table  1,  Figure  2).      Mean  time  of  capture  for  the  majority  of  species  was  in  mid-­‐afternoon  (1530-­‐1730  hours),  though  Blacknose  and  Bull  Sharks  appeared  to  be  more  nocturnal  and  Bonnetheads  were  captured  during  morning  hours  (Table  2).    Spiny  and  Smooth  Dogfish  were  captured  at  the  lowest  mean  temperatures  of  any  species.    Bonnethead,  Carcharhinus  sp.,  and  Cownose  Rays  occurred  at  the  lowest  salinities,  while  all  species  were  captured  in  relatively  normoxic  conditions.    Bull  and  Blacknose  Sharks  occurred  closest  to  inlets,  and  Bullnose  Rays  and  Bonnetheads  were  captured  at  the  shortest  distances  from  seagrass  beds  (Table  2).    The  seven  most  abundant  species  were  selected  as  the  principle  species  for  further  analysis:   137   Atlantic  Sharpnose  Shark,  Blacknose  Shark,  Blacktip  Shark,  Cownose  Ray,  Smooth  Dogfish,  Southern  Stingray,  and  Spiny  Dogfish.     Spatial  overlap  between  the  principle  species  was  generally  relatively  low,  though  overlaps  between  Blacktip  Sharks  and  Southern  Stingrays  and  between  Smooth  Dogfish  and  Atlantic  Sharpnose  Sharks  approached  50  %  (Figure  3).    Atlantic  Sharpnose  Sharks  showed  the  highest  degree  of  spatial  overlap,  co-­‐occurring  with  all  species  except  Cownose  Rays.    Southern  Stingrays  also  were  relatively  ubiquitous,  co-­‐occurring  with  all  species  except  Spiny  Dogfish  and  Cownose  Rays,  while  Smooth  and  Spiny  Dogfish  co-­‐occurred  with  three  species  each.    Blacknose  and  blacktip  sharks  only  co-­‐occurred  with  Atlantic  Sharpnose  Sharks  and  Southern  Stingrays.    Of  the  seven  principle  species,  only  Spiny  Dogfish  co-­‐occurred  with  Cownose  Rays  (Figure  3).         Discriminant  function  analysis  correctly  classified  59.15  %  of  sharks  to  species  based  on  habitat  variables  (Wilks’  Lambda  =  0.135,  p  <  0.0001).    Canonicals  1  and  2  explained  91.9  %  of  the  variance  and  were  driven  primarily  by  temperature  and  dissolved  oxygen,  respectively  (Table  3).    Spiny  and  Smooth  Dogfish  appeared  to  be  isolated  from  the  other  species  by  temperature,  while  Atlantic  Sharpnose  and  Blacknose  sharks  overlapped  completely  (Figure  4).    Spiny  Dogfish  had  the  highest  percentage  of  correct  classification  (95.00  %),  followed  by  Blacktip  Sharks  (71.43  %)  (Table  3).    Approximately  half  of  Blacknose  Sharks  (53.85  %)  and  Smooth  Dogfish  (50.00  %)  were  correctly  classified,  and  fewer  than  half  of  the  individuals  of  all  other  species  were  correctly  classified  based  on  habitat  variables  (Table  3).       138     Watson’s  two-­‐sample  test  results  showed  that  differences  between  mean  set  time  and  overall  set  time  were  significant  for  Spiny  Dogfish  and  marginally  significant  for  Smooth  Dogfish  (Table  5).    Mean  set  time  for  Spiny  Dogfish  differed  significantly  from  all  other  principle  species  (Table  6).    A  significant  difference  in  set  time  was  also  found  between  Cownose  Rays  and  Smooth  Dogfish,  and  a  weakly  significant  difference  between  Blacknose  Sharks  and  Smooth  Dogfish  (Table  6).    Significant  differences  between  principle  species  were  found  for  all  factors  except  depth  (Table  7).    Generally  Smooth  and  Spiny  Dogfish  showed  similar  environmental  ranges  (signified  by  overlapping  letters  in  Tukey’s  HSD  analysis)  while  Atlantic  Sharpnose  Sharks,  Blacktip  Shark,  Blacknose  Sharks,  and  Southern  Stingrays  showed  overlapping  ranges  for  temperature,  salinity,  and  dissolved  oxygen.    The  only  species  with  no  overlapping  letters  in  inlet  distance  were  Blacknose  and  Blacktip  sharks  (Table  7).   Acoustic  Telemetry     A  total  of  four  sharks  were  acoustically  tagged:  one  Blacktip  shark  and  three  Blacknose  sharks  (Table  8).    All  tagged  sharks  were  male.    The  Blacktip  Shark  fell  within  immature  size  range  for  the  species,  while  all  tagged  Blacknose  sharks  were  over  the  size  at  maturity.    No  Bonnethead  sharks  were  captured,  and  available  tagging  equipment  was  insufficient  to  penetrate  the  skin  of  one  2.5-­‐m  TL  Bull  Shark  caught  during  the  2015  survey.    Inclement  weather  forced  the  release  of  other  Blacktip  and  Blacknose  Sharks  without  tagging.         Range  testing  showed  that  detection  was  possible  up  to  500  m  from  receivers  at  deep  channel  sites,  but  detection  probability  dropped  sharply  in  shallow  habitat   139   areas,  with  maximum  detection  range  estimated  at  50  m  into  seagrass,  sand  flat,  or  oyster  reef  habitats.    More  detailed  analysis  of  detection  probability  was  prevented  by  a  sudden  onset  of  high  wind  during  range  testing.     Of  the  tagged  sharks,  two  Blacknose  sharks  were  detected  on  the  array.    Blacknose  shark  1488  was  detected  continuously  on  the  GN  and  ON  receivers  from  August  10,  one  day  after  tagging,  until  November  11  when  both  receivers  were  recovered.    This  suggests  that  this  shark  suffered  post-­‐release  mortality;  its  transmitter  settled  on  the  bottom  within  detection  range  of  both  receivers.    Shark  1483  was  detected  briefly  on  the  SN  receiver  approximately  two  hours  after  tagging  and  was  not  detected  again  for  the  rest  of  the  study  (Figure  5).     Three  other  transmitters  were  detected  during  the  study  period,  corresponding  with  a  Bull  Shark,  a  Finetooth  Shark  (Carcharhinus  isodon),  and  a  Cownose  Ray,  each  tagged  by  other  researchers  within  the  ACT  Network  (Table  9).    Of  these  animals,  the  bull  shark,  finetooth  shark,  and  weakfish  made  multiple  visits  to  receiver  sites  (Figure  5).     Tagged  animals  were  detected  on  all  receivers  with  the  exception  of  GN,  though  this  receiver  did  detect  the  presumed  stationary  transmitter  deployed  on  Blacknose  Shark  1488  (Figure  6).    The  Bull  Shark  was  detected  on  all  receivers  except  those  in  seagrass  habitats.    The  SF  receiver  made  up  a  slight  majority  of  Bull  Shark  detections,  but  was  followed  closely  by  the  two  receivers  in  oyster  reef  habitats.    An  equal  number  of  Finetooth  Shark  detections  were  recorded  on  the  GF  and  SF  receivers.    The  Cownose  Ray  was  detected  exclusively  at  oyster  reef  sites  and  the  Blacknose  Shark  was  only  detected  at  the  SN  receiver  (Figure  6).   140   The  majority  of  detections  for  all  species  were  recorded  at  night,  with  the  exception  of  the  Finetooth  Shark,  which  was  recorded  an  equal  number  of  times  during  day  and  night  hours  (Figure  6).    The  Bull  Shark  was  the  only  species  detected  during  twilight  hours.    Both  the  Blacknose  Shark  and  Cownose  Ray  were  only  detected  at  night.    Detection  locations  varied  by  time  of  day  for  both  the  Bull  and  Finetooth  Sharks. The  Bull  Shark  was  detected  more  often  at  near-­‐inlet  sites  during  twilight  hours  than  at  night,  though  the  only  daytime  detection  of  this  shark  occurred  at  a  site  far  from  the  inlet.    The  majority  of  nighttime  Bull  Shark  detections  occurred  at  the  sand  flat  and  oyster  reef  sites  far  from  the  inlet.    The  Finetooth  Shark  was  only  detected  at  stations  far  from  the  inlet,  and  occurred  at  a  seagrass  site  during  daytime  hours  and  a  sand  flat  at  night.    All  other  tagged  animals  were  detected  only  at  one  station  and  strictly  occurred  at  night  (Figure  6). Of  all  the  tagged  animals  detected  at  the  Middle  Marsh  receiver  sites,  the  Bull  Shark  was  detected  most  often  and  was  the  only  species  to  be  detected  at  multiple  receivers  in  the  same  day,  allowing  for  more  detailed  analysis  of  temporal  habitat  use  patterns.    The  Bull  Shark  appeared  to  be  mostly  nocturnal,  with  time  of  detection  ranging  between  2046  and  0739  hours.    The  mean  hour  of  detection  was  0236  (±  SD  102)  hours  and  Rayleigh’s  test  results  showed  this  time  distribution  to  be  significant  (Z  =  0.5883,  p  =  0.003).      The  low  sample  size  of  detections  precluded  statistical  analysis  of  detection  time  on  individual  receivers.    The  CF,  ON,  OF,  and  SF  receivers  were  visited  on  multiple  days  during  the  time  of  receiver  deployment,  and  on  October  8  the  Bull  Shark  was  detected  over  a  continuous  20-­‐minute  period  at  receiver  SF  followed  by  a   141   12-­‐minute  period  at  receiver  ON.    Though  receiver  SF  accounted  for  the  most  Bull  Shark  detections  at  a  single  site,  the  two  oyster  reef  sites  combined  had  more  Bull  Shark  detections  than  the  sand  flat  sites.         Discussion       Catch  data  from  the  fishery-­‐independent  survey  show  evidence  of  spatial  resource  partitioning  between  some  of  the  seven  principle  species,  with  some  potential  evidence  for  temporal  resource  partitioning  on  a  seasonal  scale.    Acoustic  telemetry  data  were  limited  but  provided  evidence  of  diel  and  habitat  type  preferences  for  Bull  Sharks.    Though  it  is  clear  that  more  data  are  needed,  the  results  from  this  study  provide  basic  data  on  elasmobranch  habitat  use  in  this  estuary  that  can  be  used  as  a  baseline  for  future  studies.     Based  on  the  presence  of  neonate  and  age-­‐0  size  classes  and  direct  observation  of  parturition,  Back  and  Core  Sounds  function  as  primary  nurseries  for  Atlantic  Sharpnose  Sharks,  Cownose  Rays,  and  Smooth  Dogfish  (Smith  and  Merriner  1987,  Conrath  and  Musick  2002,  Loefer  and  Sedberry  2003).    Adults  of  both  Atlantic  Sharpnose  Sharks  and  Smooth  Dogfish  were  captured  over  relatively  short  periods  of  time  (late  April-­‐May  for  Smooth  dogfish,  May-­‐June  for  Atlantic  Sharpnose  Sharks)  but  both  males  and  females  were  present,  possibly  indicating  that  adults  of  these  species  enter  Back  and  Core  Sounds  to  give  birth  and  mate  before  returning  to  near  shore  oceanic  habitats.    Older  juveniles  and  subadults  were  not  documented  for  any  of  these  species,  suggesting  that  immature  size  classes  may  make  use  of  near  shore   142   oceanic  or  estuarine  habitats  not  covered  by  this  survey.    Juvenile  Atlantic  Sharpnose  Sharks  greater  than  the  age-­‐0  size  class  primarily  occur  in  coastal  nearshore  habitats  along  the  South  Carolina  coast  (Ulrich  et  al.  2007),  and  similar  behavior  by  this  species  in  North  Carolina  waters  may  explain  the  lack  of  older  juveniles  in  this  survey.    The  appearance  of  both  adult  and  juvenile  Smooth  Dogfish  coincides  with  the  timing  of  parturition  in  confirmed  nurseries  to  the  north  (Rountree  and  Able  1996)  and  could  indicate  that  Back  and  Core  Sounds  function  as  a  primary  nursery  near  the  southern  extent  of  their  distribution.    However,  juvenile  Smooth  Dogfish  were  rare  in  comparison  with  their  ubiquity  in  eastern  Pamlico  Sound  (Chapter  2,  this  volume),  perhaps  indicating  that  the  Back/Core  Sound  system  is  not  a  major  nursery.    Captures  of  age-­‐0  and  adult  Cownose  Rays  coincided  with  observed  migratory  patterns  through  the  North  Carolina  sounds  (Smith  and  Merriner  1987,  Goodman  et  al.  2010),  though  captures  of  juveniles  in  August  may  indicate  that  some  individuals  remain  in  Back  Sound  or  Newport  River  for  the  summer.    All  Blacktip  Sharks  were  juveniles  over  the  age-­‐0  size  range  (Barry  et  al.  2008)  and  none  were  captured  prior  to  June.    A  similar  size  range  and  temporal  pattern  was  observed  in  Pamlico  Sound  (Chapter  2,  this  volume).    Blacktip  Sharks  are  known  to  give  birth  in  South  Carolina  estuaries  (Castro  1996,  Ulrich  et  al.  2007)  and  may  infrequently  use  the  North  Carolina  coast  south  of  Cape  Fear  as  a  primary  nursery  (Thorpe  et  al.  2004)  but  Back  and  Core  Sounds  likely  represent  a  secondary  nursery  or  foraging  habitat  for  older  juveniles  born  in  primary  nurseries  to  the  south.   143     Generally,  all  analyses  showed  similar  results  for  habitat  use  comparisons  between  the  seven  principle  species.    The  primary  difference  between  most  species  was  temperature,  with  a  cold-­‐temperature  group  that  included  the  Spiny  and  Smooth  Dogfishes  as  well  as  the  Cownose  Ray,  and  a  warm-­‐temperature  group  that  included  the  Blacknose  and  Blacktip  Sharks  and  the  Southern  Stingray.    Spiny  Dogfish  had  the  highest  affinity  for  cooler  temperatures  and  occurred  primarily  in  the  first  half  of  the  survey  period.    This  behavior  is  somewhat  consistent  with  the  seasonal  presence  of  this  species  in  the  southeastern  U.S.  (Stehlik  2007,  Ulrich  et  al.  2007,  see  also  Chapters  1  and  2,  this  volume),  though  Spiny  Dogfish  in  Back  and  Core  Sounds  occurred  at  higher  temperatures  and  later  in  the  year  than  previously  recorded  (Bangley  and  Rulifson  2014).    Smooth  Dogfish  also  occurred  primarily  at  lower  temperatures,  though  juveniles  were  sporadically  captured  throughout  the  survey  season.    This  closely  matches  observations  from  Bulls  Bay,  South  Carolina,  where  adult  females  leave  the  estuary  as  the  water  warms  but  may  give  birth  before  migrating  north  (Castro  1993).    These  two  species,  particularly  the  Spiny  Dogfish,  are  likely  the  dominant  shark  species  in  Back  and  Core  Sounds  during  cooler  months.  The  most  striking  example  of  resource  partitioning  in  the  fishery-­‐independent  survey  was  between  Blacknose  and  Blacktip  Sharks,  which  never  co-­‐occurred  in  survey  sets  but  had  no  significant  differences  in  habitat  variables  other  than  inlet  distance.    Blacknose  Sharks  were  captured  much  closer  to  inlets  than  Blacktip  Sharks,  which  is  consistent  with  shark  survey  results  from  South  Carolina,  where  Blacknose  Sharks  within  estuarine  waters  were  only  captured  in  close   144   proximity  to  inlets  (Ulrich  et  al.  2007).    However,  Blacktip  Sharks  show  a  preference  for  proximity  to  inlets  in  other  estuaries,  particularly  those  with  a  wide  salinity  range  (Froeschke  et  al.  2010,  Chapter  2,  this  volume).    Back  and  Core  Sounds  have  relatively  low  freshwater  input  and  most  salinity  measurements  taken  during  sampling  were  within  the  ranges  in  which  both  species  have  been  observed  in  South  Carolina  waters  (Ulrich  et  al.  2007),  which  may  mean  that  sharks  are  not  spatially  constrained  by  salinity  in  this  system.    The  difference  in  inlet  distance  between  the  two  species  may  represent  spatial  resource  partitioning  between  similarly-­‐sized  adult  Blacknose  Sharks  and  juvenile  Blacktip  Sharks.    Though  diet  studies  specific  to  North  Carolina  waters  are  lacking,  data  from  other  locations  suggest  a  relatively  high  trophic  overlap  between  Blacknose  Sharks  and  juvenile  Blacktip  Sharks,  with  an  emphasis  on  sciaenid  and  clupeid  fishes  in  the  diet  of  both  species  (Castro  1996,  Bethea  et  al.  2004,  Ford  2012).    The  Atlantic  Sharpnose  Shark  proved  to  be  a  generalist  with  habitat  preferences  that  overlapped  all  of  the  principle  species,  and  was  captured  concurrently  at  least  once  with  every  species  except  the  Cownose  Ray.    Atlantic  Sharpnose  Sharks  co-­‐occurred  with  Blacknose,  Blacktip,  and  Sandbar  Sharks  large  enough  to  be  a  predatory  threat,  and  one  Blacktip  Shark  was  captured  while  attempting  to  prey  on  a  small  Atlantic  Sharpnose  Shark.    The  projected  habitat  area  for  this  species  in  Pamlico  sound  overlapped  habitat  for  Blacktip  and  Sandbar  Sharks  as  well  (Chapter  2,  this  volume).  Generally,  juvenile  sharks  are  thought  to  prioritize  predator  avoidance  over  foraging  opportunities  in  estuarine  habitats  (Bush  and  Holland  2002,  Heupel  and  Hueter  2002),  which  suggests  that  Atlantic   145   Sharpnose  Sharks,  particularly  the  young-­‐of-­‐year  juveniles  that  were  nearly  ubiquitous  in  the  estuary  during  the  summer  months,  should  select  habitat  that  minimizes  their  potential  to  encounter  larger  shark  species.    This  apparent  mismatch  may  be  explained  by  the  relationship  between  life  history  and  risk  tolerance  that  occurs  in  some  teleosts,  in  which  shorter-­‐lived,  faster-­‐growing  species  are  more  likely  to  risk  predation  to  increase  foraging  opportunities  (Frid  et  al.  2012).    Atlantic  Sharpnose  Sharks  grow  relatively  rapidly  compared  to  other  most  of  the  other  shark  species  present  in  this  estuary  (Loefer  and  Sedberry  2003)  and  habitat  use  patterns  observed  in  the  northern  Gulf  of  Mexico  show  a  similar  lack  of  predator  avoidance  (Carlson  et  al.  2008).    The  Atlantic  Sharpnose  Sharks  present  in  Back  and  Core  Sounds  appear  to  follow  a  similar  strategy,  occurring  across  a  wide  variety  of  habitats  in  order  to  increase  foraging  opportunities.     Few  studies  on  elasmobranch  habitat  use  include  detailed  information  on  batoids.    Cownose  Rays  appeared  to  select  for  mid-­‐range  temperatures  that  primarily  occurred  during  the  spring  and  fall,  which  matches  observations  of  mass  migrations  of  this  species  through  Back  and  Core  Sounds  during  these  seasons  (Peterson  et  al.  2001,  Goodman  et  al.  2010).    Though  Cownose  Rays  had  little  habitat  or  spatial  overlap  with  the  other  principle  species,  Bullnose  Rays  (Myliobatis   freminvelli  Lesueur,  1824)  were  often  captured  concurrently  with  them.    Southern  Stingrays,  like  Atlantic  Sharpnose  Sharks,  showed  highly  generalist  habitat  preferences,  though  captures  of  this  species  primarily  occurred  at  warmer  temperatures.    Other  studies  of  Southern  Stingray  habitat  use  show  that  this  species  tends  to  move  between  habitat  patches  (Tilley  et  al.  2013)  and  their  foraging  habits   146   may  be  more  associated  with  tidal  cycles  than  temporal  or  environmental  factors  (Gilliam  and  Sullivan  1993).    Patterns  of  habitat  use  by  other  ray  species  with  similar  morphology  and  ecology  to  Southern  Stingrays  are  influenced  by  the  presence  of  predators,  particularly  large  sharks  (Vaudo  and  Heithaus  2013),  and  the  abundance  of  the  Southern  Stingray  in  Back  and  Core  Sounds  may  make  it  an  ideal  model  species  for  studying  habitat  use  changes  in  response  to  predation  risk  in  this  system.     Data  on  diel  temporal  habitat  partitioning  from  fishery-­‐independent  sampling  were  inconclusive  with  the  exception  of  the  Spiny  Dogfish,  which  showed  a  strong  affinity  for  mid-­‐afternoon.    This  species  is  known  to  form  aggregations  (Stehlik  2007),  and  significant  differences  in  capture  time  from  other  species  may  be  a  result  of  high  catches  in  individual  sets  during  mid-­‐afternoon  hours.    The  Blacknose  Shark  appeared  to  be  more  nocturnal  than  the  other  principle  species,  though  set  time  only  differed  significantly  from  Smooth  and  Spiny  dogfish,  which  were  both  primarily  captured  in  mid-­‐afternoon.    Most  sampling  occurred  during  afternoon  and  evening  hours,  which  may  have  under-­‐sampled  species  that  appeared  to  be  more  active  before  noon  or  after  midnight  such  as  Bonnethead  Sharks,  Bullnose  Rays,  and  Bull  Sharks.    Future  efforts  should  attempt  to  sample  equally  during  the  entire  24-­‐hour  diel  cycle.       It  is  impossible  to  generalize  habitat  use  patterns  from  single  individuals,  but  acoustic  telemetry  results  did  generate  some  interesting  observations.    Most  tagged  animals  were  detected  at  night,  though  the  Bull  Shark  was  also  detected  during  twilight  hours  and  the  Finetooth  Shark  occurred  equally  during  both  day  and  night   147   hours.    Other  studies  in  estuarine  habitats  have  found  mobile  predators  to  be  more  abundant  and  active  at  night  (Grabowski  et  al.  2005,  Hammerschlag  et  al.  2010).    Tag  detections  were  greater  in  shallow,  more  complex  habitats  than  deep  channels  despite  a  much  greater  detection  range  in  deeper  habitats,  with  oyster  reefs  as  the  preferred  or  exclusive  habitat  for  most  of  the  animals  detected  on  the  Middle  Marsh  array.    The  relationship  between  structured  habitat  and  predators  is  complex:  while  habitat  such  as  oyster  reefs  may  serve  as  a  refuge  for  prey  species,  the  increased  abundance  of  prey  in  such  habitats  may  also  attract  predators,  enhancing  predation  risk  at  habitat  edges  (Gorman  et  al.  2009,  Hammerschlag  et  al.  2010).    In  North  Carolina  waters,  oyster  reefs  have  been  found  to  enhance  the  local  presence  and  abundance  of  some  mobile  predator  species,  including  elasmobranchs,  while  reducing  the  abundance  of  others  (Grabowski  et  al.  2005,  Pierson  and  Eggleston  2014).     The  most  comprehensive  tag  detection  data  were  gathered  for  a  single  Bull  Shark  tagged  outside  of  the  study  area  that  made  repeated  visits  to  various  sites  within  the  Middle  Marsh  array  from  late  September  through  mid-­‐October.    This  shark  was  2.13  m  TL  at  the  time  of  tagging  in  2010  (Debra  Abercrombie,  Stony  Brook  University,  personal  communication),  and  likely  functions  as  an  apex  predator  within  the  estuary.    It  was  detected  almost  exclusively  between  sunset  and  sunrise,  which  is  consistent  with  the  nocturnal  feeding  habits  documented  for  this  species  (Driggers  et  al.  2012).    Bull  Sharks  are  known  to  prey  on  large  teleosts  and  other  sharks  (Snelson  et  al.  1984,  Hammerschlag  et  al.  2012),  making  this  individual  a  predatory  threat  to  most  of  the  other  species  documented  during  the  study.    The   148   timing  of  this  shark’s  presence  at  Middle  Marsh  overlaps  the  diel  temporal  range  of  the  largest  sharks  captured  during  fishery-­‐independent  sampling,  including  another  adult-­‐sized  bull  shark  and  relatively  large  Blacknose  and  Sandbar  Sharks,  suggesting  that  risk  of  predation  by  large  sharks  in  Back  and  Core  Sounds  may  be  elevated  at  night.    Large  sharks  are  usually  thought  to  occur  in  deeper  water  within  estuaries,  but  this  shark  made  frequent  visits  to  shallow  habitats,  at  least  two  of  which  extended  longer  than  10  minutes.    This  may  be  explained  by  the  effects  of  habitat  on  prey:  shallow  water  may  reduce  the  maneuverability  of  a  large  shark,  but  it  also  may  impede  escape  for  prey  confined  to  the  same  habitat,  making  foraging  or  pursuit  of  prey  into  shallow  habitats  an  effective  hunting  tactic  (Heithaus  et  al.  2009).         Though  acoustic  receiver  sites  were  chosen  to  represent  the  specific  habitat  type  that  was  visually  dominant  during  deployment,  habitat  was  likely  a  mosaic  of  several  substrate  or  structure  types  at  each  site.    This  limits  the  ability  to  positively  define  associations  between  tagged  animals  and  particular  habitat  types  due  to  likely  complex  relationships  between  habitats  (Grabowski  et  al.  2005).    For  example,  the  Bull  Shark  detected  at  oyster  reef  receivers  may  have  actually  been  foraging  in  adjacent  sand  flat  areas  within  detection  range.    Habitat  types  within  detection  range  should  be  surveyed  thoroughly  to  determine  the  combination  of  habitats  and  the  relative  area  taken  up  by  each.         Overall,  elasmobranchs  in  Back  and  Core  Sounds  were  spatial  and  temporal  generalists,  occurring  throughout  the  estuary  wherever  and  whenever  environmental  conditions  allowed,  with  strong  evidence  for  spatial  resource  partitioning  only  found  between  similarly-­‐sized  Blacknose  and  Blacktip  Sharks.     149   This  suggests  that  elasmobranchs  in  this  system  are  highly  mobile  and  likely  utilize  multiple  habitat  types  and  spatial  regions  within  the  estuary.    Use  of  multiple  habitat  types  over  a  broad  spatial  area  is  a  common  tactic  for  mobile  estuarine  predators  and  has  been  previously  documented  for  some  of  the  elasmobranch  species  in  this  study  (Heupel  and  Hueter  2002,  Collins  et  al.  2007,  Carlson  et  al.  2008,  Tilley  et  al.  2013,  Drymon  et  al.  2014)  as  well  as  other  mobile  species  such  as  Red  Drum  (Sciaenops  ocellatus)  (Fodrie  et  al.  2015).           Though  combining  fishery-­‐independent  sampling  with  acoustic  telemetry  can  provide  a  more  comprehensive  assessment  of  habitat  use  within  an  estuary  than  either  method  alone,  conflicts  between  the  strategies  of  the  two  surveys  limited  the  study.    The  stratified-­‐random  sampling  strategy  employed  during  sampling  reduced  the  probability  of  encountering  target  species,  ultimately  reducing  the  number  of  tags  deployed.    The  ability  to  coordinate  with  other  researchers  is  an  advantage  of  involvement  in  a  network  of  acoustic  arrays  (Donaldson  et  al.  2014,  Hussey  et  al.  2015a)  and  allowed  us  to  make  observations  on  habitat  use  by  mobile  predators  despite  the  unexpected  limitations  of  our  own  tagging  efforts.    Further  efforts  to  combine  fishery-­‐independent  survey  and  acoustic  telemetry  methods  should  better  balance  the  needs  of  the  two  techniques,  and  information  on  habitat  preferences  gathered  by  this  study  can  be  used  to  inform  future  sampling  targeting  particular  species.    With  further  refining  of  sampling  and  tagging  strategies,  these  combined  methods  will  be  effective  in  answering  questions  about  estuarine  habitat  use  by  mobile  predators  such  as  sharks.     150   References  Bangley,  C.,  and  R.  Rulifson.  2014.  Observations  on  Spiny  Dogfish  (Squalus   acanthias)  captured  in  late  spring  in  a  North  Carolina  estuary.  F1000Research  3:189.  Barry,  K.  P.,  R.  E.  Condry,  W.  B.  Driggers,  III,  and  C.  M.  Jones.  2008.  Feeding  ecology  and  growth  of  neonate  and  juvenile  Blacktip  Sharks  Carcharhinus  limbatus  in  the  Timbalier-­‐Terrebone  Bay  complex,  LA,  U.S.A.  Journal  of  Fish  Biology  73:650–662.  Bass,  A.  J.  1978.  Problems  in  studies  of  sharks  in  the  Southwest  Indian  Ocean.  Pages  545–594  in  E.  S.  Hodgson  and  R.  F.  Matthewson,  editors.  Sensory  Biology  of  Sharks,  Skates,  and  Rays.  Office  of  Naval  Research,  Department  of  the  Navy,  Arlington,  VA.  Bethea,  D.,  J.  Buckel,  and  J.  Carlson.  2004.  Foraging  ecology  of  the  early  life  stages  of  four  sympatric  shark  species.  Marine  Ecology  Progress  Series  268:245–264.  Brown,  L.  M.  2012.  Using  networks  to  enhance  telemetry  tesearch  in  the  eastern  United  States:  The  Atlantic  Cooperative  Telemetry  Network.  142nd  Annual  Meeting  of  the  American  Fisheries  Society,  Little  Rock,  AR.  Burkholder,  D.  A.,  M.  R.  Heithaus,  J.  W.  Fourqurean,  A.  Wirsing,  and  L.  M.  Dill.  2013.  Patterns  of  top-­‐down  control  in  a  seagrass  ecosystem:  could  a  roving  apex  predator  induce  a  behaviour-­‐mediated  trophic  cascade?  The  Journal  of  animal  ecology:1–11.  Bush,  A.,  and  K.  Holland.  2002.  Food  limitation  in  a  nursery  area:  estimates  of  daily  ration  in  juvenile  Scalloped  Hammerheads,  Sphyrna  lewini  (Griffith  and  Smith,   151   1834)  in  Kane’ohe  Bay,  O’ahu,  Hawai’i.  Journal  of  Experimental  Marine  Biology  and  Ecology  278:157–178.  Carlson,  J.  K.,  M.  R.  Heupel,  D.  M.  Bethea,  and  L.  D.  Hollensead.  2008.  Coastal  habitat  use  and  residency  of  juvenile  Atlantic  Sharpnose  Sharks  (Rhizoprionodon   terraenovae).  Estuaries  and  Coasts  31:931–940.  Castro,  J.  1996.  Biology  of  the  Blacktip  Shark,  Carcharhinus  limbatus,  off  the  southeastern  United  States.  Bulletin  of  marine  science  59:508–522.  Castro,  J.  I.  1993.  The  shark  nursery  of  Bulls  Bay,  South  Carolina,  with  a  review  of  the  shark  nurseries  of  the  southeastern  coast  of  the  United  States.  Environmental  Biology  of  Fishes  38:37–48.  Collins,  A.  B.,  M.  R.  Heupel,  and  P.  J.  Motta.  2007.  Residence  and  movement  patterns  of  Cownose  Rays  Rhinoptera  bonasus  within  a  south-­‐west  Florida  estuary.  Journal  of  Fish  Biology  71:1159–1178.  Conrath,  C.  L.,  and  J.  A.  Musick.  2002.  Age  and  growth  of  the  Smooth  Dogfish  (Mustelus  canis)  in  the  northwest  Atlantic  Ocean.  Fishery  Bulletin  100:674–682.  Cortés,  E.  1999.  Standardized  diet  compositions  and  trophic  levels  of  sharks.  ICES  Journal  of  Marine  Science  56:707–717.  Donaldson,  M.  R.,  S.  G.  Hinch,  C.  D.  Suski,  A.  T.  Fisk,  M.  R.  Heupel,  and  S.  J.  Cooke.  2014.  Making  connections  in  aquatic  ecosystems  with  acoustic  telemetry  monitoring.  Frontiers  in  Ecology  and  the  Environment  12:565–573.  Driggers,  W.  B.  I.,  M.  D.  Campbell,  E.  R.  Hoffmayer,  and  G.  W.  J.  Ingram.  2012.  Feeding  chronology  of  six  species  of  carcharhinid  sharks  in  the  western  North  Atlantic  Ocean  as  inferred  from  longline  capture  data.  Marine  Ecology  Progress  Series   152   465:185–192.  Drymon,  J.  M.,  M.  J.  Ajemian,  and  S.  P.  Powers.  2014.  Distribution  and  dynamic  habitat  use  of  young  Bull  Sharks  Carcharhinus  leucas  in  a  highly  stratified  Northern  Gulf  of  Mexico  estuary.  PLoS  one  9:1–12.  Fisher,  N.  I.  1993.  Statistical  analysis  of  circular  data.  Cambridge  University  Press,  Cambridge,  UK.  Fodrie,  F.  J.,  L.  A.  Yeager,  J.  H.  Grabowski,  C.  A.  Layman,  G.  D.  Sherwood,  and  M.  D.  Kenworthy.  2015.  Measuring  individuality  in  habitat  use  across  complex  landscapes:  approaches,  constraints,  and  implications  for  assessing  resource  specialization.  Oecologia  178:75–87.  Ford,  R.  M.  2012.  Diet  and  reproductive  biology  of  the  Blacknose  Shark  (Carcharhinus  acronotus)  from  the  Northwestern  Atlantic  Ocean.  Master's  thesis,  University  of  North  Florida.  Frid,  A.,  J.  Marliave,  and  M.  R.  Heithaus.  2012.  Interspecific  variation  in  life  history  relates  to  antipredator  decisions  by  marine  mesopredators  on  temperate  reefs.  PloS  one  7:e40083.  Froeschke,  J.,  G.  Stunz,  and  M.  Wildhaber.  2010.  Environmental  influences  on  the  occurrence  of  coastal  sharks  in  estuarine  waters.  Marine  Ecology  Progress  Series  407:279–292.  Gilliam,  D.,  and  K.  M.  Sullivan.  1993.  Diet  and  feeding  habits  of  the  Southern  Stingray   Dasyatis  americana  in  the  central  Bahamas.  Bulletin  of  Marine  Science  52:1007–1013.  Goodman,  M.  A.,  P.  B.  Conn,  and  E.  Fitzpatrick.  2010.  Seasonal  occurrence  of   153   Cownose  Rays  (Rhinoptera  bonasus)  in  North  Carolina’s  Estuarine  and  Coastal  Waters.  Estuaries  and  Coasts  34:640–651.  Gorman,  A.  M.,  R.  S.  Gregory,  and  D.  C.  Schneider.  2009.  Eelgrass  patch  size  and  proximity  to  the  patch  edge  affect  predation  risk  of  recently  settled  age  0  cod  (Gadus  morha).  Journal  of  Experimental  Marine  Biology  and  Ecology  371:1–9.  Grabowski,  J.,  A.  Hughes,  D.  Kimbro,  and  M.  Dolan.  2005.  How  habitat  setting  influences  restored  oyster  reef  communities.  Ecology  86:1926–1935.  Hammerschlag,  N.,  J.  Luo,  D.  J.  Irschick,  and  J.  S.  Ault.  2012.  A  Comparison  of  spatial  and  movement  patterns  between  sympatric  predators:  Bull  Sharks  (Carcharhinus  leucas)  and  Atlantic  Tarpon  (Megalops  atlanticus).  PLoS  ONE  7:e45958.  Hammerschlag,  N.,  A.  Morgan,  and  J.  Serafy.  2010.  Relative  predation  risk  for  fishes  along  a  subtropical  mangrove–seagrass  ecotone.  Marine  Ecology  Progress  Series  401:259–267.  Heck,  K.  L.,  and  J.  F.  Valentine.  2007.  The  primacy  of  top-­‐down  effects  in  shallow  benthic  ecosystems.  Estuaries  and  Coasts  30:371–381.  Heithaus,  M.  R.  2007.  Nursery  areas  as  essential  shark  habitats:  a  theoretical  perspective.  Pages  3–13  in  C.  McCandless,  N.  Kohler,  and  J.  Pratt,  H.L.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Heithaus,  M.  R.,  T.  Alcoverro,  R.  Arthur,  D.  A.  Burkholder,  K.  A.  Coates,  M.  J.  A.  Christianen,  N.  Kelkar,  S.  A.  Manuel,  A.  J.  Wirsing,  W.  J.  Kenworthy,  and  J.  W.   154   Fourqurean.  2014.  Seagrasses  in  the  age  of  sea  turtle  conservation  and  shark  overfishing.  Frontiers  in  Marine  Science  1:1–6.  Heithaus,  M.  R.,  A.  Frid,  J.  J.  Vaudo,  B.  Worm,  and  A.  J.  Wirsing.  2010.  Unraveling  the  ecological  importance  of  elasmobranchs.  Pages  611–637  in  J.  C.  Carrier,  J.  A.  Musick,  and  M.  R.  Heithaus,  editors.  Sharks  and  their  relatives  II:  biodiversity,  adaptive  physiology,  and  conservation.  CRC  Press,  Boca  Raton,  FL.  Heithaus,  M.  R.,  and  J.  J.  Vaudo.  2012.  Predator-­‐prey  interactions.  Pages  505–546  in  J.  C.  Carrier,  J.  A.  Musick,  and  M.  R.  Heithaus,  editors.  Biology  of  Sharks  and  Their  Relatives,  2nd  edition.  CRC  Press,  Boca  Raton,  FL.  Heithaus,  M.  R.,  A.  J.  Wirsing,  D.  Burkholder,  J.  Thomson,  and  L.  M.  Dill.  2009.  Towards  a  predictive  framework  for  predator  risk  effects:  the  interaction  of  landscape  features  and  prey  escape  tactics.  The  Journal  of  animal  ecology  78:556–562.  Heithaus,  M.  R.,  A.  J.  Wirsing,  and  L.  M.  Dill.  2012.  The  ecological  importance  of  intact  top-­‐predator  populations:  a  synthesis  of  15  years  of  research  in  a  seagrass  ecosystem.  Marine  and  Freshwater  Research  63:1039–1050.  Heupel,  M.,  and  R.  Hueter.  2002.  Importance  of  prey  density  in  relation  to  the  movement  patterns  of  juvenile  Blacktip  Sharks  (Carcharhinus  limbatus)  within  a  coastal  nursery  area.  Marine  and  Freshwater  Research  53:543–550.  Heupel,  M.  R.,  D.  M.  Knip,  C.  a.  Simpfendorfer,  and  N.  K.  Dulvy.  2014.  Sizing  up  the  ecological  role  of  sharks  as  predators.  Marine  Ecology  Progress  Series  495:291–298.  Hussey,  N.  E.,  S.  T.  Kessel,  K.  Aarestrup,  S.  J.  Cooke,  P.  D.  Cowley,  A.  T.  Fisk,  R.  G.   155   Harcourt,  K.  N.  Holland,  S.  J.  Iverson,  J.  F.  Kocik,  J.  E.  Mills  Flemming,  and  F.  G.  Whoriskey.  2015a.  Aquatic  animal  telemetry:  A  panoramic  window  into  the  underwater  world.  Science  348:1255642.  Hussey,  N.  E.,  M.  A.  MacNeil,  M.  C.  Siple,  B.  N.  Popp,  S.  F.  J.  Dudley,  and  A.  T.  Fisk.  2015b.  Expanded  trophic  complexity  among  large  sharks.  Food  Webs  4:1–7.  Kenworthy,  W.  J.,  C.  A.  Buckel,  D.  E.  Carptenter,  D.  B.  Eggleston,  D.  Field,  C.  S.  Krahforst,  J.  J.  Luczkovich,  and  G.  R.  Plaia.  2012.  Development  of  aquatic  vegetation  monitoring  protocols  in  North  Carolina.  Albemarle-­‐Pamlico  National  Estuarine  Partnership  Research  Report.  Raleigh,  NC.  Kinney,  M.,  N.  Hussey,  A.  Fisk,  A.  Tobin,  and  C.  Simpfendorfer.  2011.  Communal  or  competitive?  Stable  isotope  analysis  provides  evidence  of  resource  partitioning  within  a  communal  shark  nursery.  Marine  Ecology  Progress  Series  439:263–276.  Loefer,  J.  K.,  and  G.  R.  Sedberry.  2003.  Life  history  of  the  Atlantic  Sharpnose  Shark  (Rhizoprionodon  terraenovae)  (Richardson,  1836)  off  the  southeastern  United  States.  Fishery  Bulletin  101:75–88.  Peterson,  C.  H.,  J.  F.  Fodrie,  H.  C.  Summerson,  and  S.  P.  Powers.  2001.  Site-­‐specific  and  density-­‐dependent  extinction  of  prey  by  schooling  rays:  generation  of  a  population  sink  in  top-­‐quality  habitat  for  bay  scallops.  Oecologia  129:349–356.  Pierson,  K.  J.,  and  D.  B.  Eggleston.  2014.  Response  of  estuarine  fish  to  large-­‐scale  oyster  reef  restoration.  Transactions  of  the  American  Fisheries  Society  143:273–288.  Ross,  S.  T.,  and  S.  Url.  1986.  Resource  partitioning  in  fish  assemblages:  a  review  of   156   field  studies.  Copeia  1986:352–388.  Rountree,  R.  A.,  and  K.  W.  Able.  1996.  Seasonal  abundance,  growth,  and  foraging  habits  of  juvenile  Smooth  Dogfish,  Mustelus  canis,  in  a  New  Jersey  estuary.  Fishery  Bulletin  94:522–534.  Simpfendorfer,  C.  A.,  and  M.  R.  Heupel.  2012.  Assessing  habitat  use  and  movement.  Pages  579–601  in  J.  C.  Carrier,  J.  A.  Musick,  and  M.  R.  Heithaus,  editors.  Biology  of  Sharks  and  Their  Relatives,  2nd  edition.  CRC  Press,  Boca  Raton,  FL.  Simpfendorfer,  C.,  and  N.  Milward.  1993.  Utilisation  of  a  tropical  bay  as  a  nursery  area  by  sharks  of  the  families  Carcharhinidae  and  Sphyrnidae.  Environmental  Biology  of  Fishes  37:337–345.  Smith,  J.  W.,  and  J.  V.  Merriner.  1987.  Age  and  growth,  movements  and  distribution  of  the  Cownose  Ray,  Rhinoptera  bonasus,  in  Chesapeake  Bay.  Estuaries  10:153.  Snelson,  F.  F.,  T.  J.  Mulligan,  and  S.  E.  Williams.  1984.  Food  habitas,  occurrance,  and  population  structure  of  the  Bull  Shark,  Carcharhinus  leucas,  in  Florida  coastal  lagoons.  Bulletin  of  Marine  Science  34:71–80.  Stehlik,  L.  L.  2007.  Spiny  Dogfish,  Squalus  acanthias,  life  history  and  habitat  characteristics.  NOAA  Technical  Memorandum  NMFS-­‐NE-­‐203.  Thorpe,  T.,  C.  F.  Jensen,  and  M.  L.  Moser.  2004.  Relative  abundance  and  reproductive  characteristics  of  sharks  in  Southeastern  North  Carolina  coastal  waters.  Bulletin  of  Marine  Science  74:3–20.  Tilley,  A.,  J.  Lopez-­‐Angarita,  and  J.  R.  Turner.  2013.  Effects  of  scale  and  habitat  distribution  on  the  movement  of  the  Southern  Stingray  Dasyatis  americana  on  a  Caribbean  atoll.  Marine  Ecology  Progress  Series  482:169–179.   157   Ulrich,  G.  F.,  C.  M.  Jones,  W.  B.  I.  Driggers,  J.  M.  Drymon,  D.  Oakley,  and  C.  Riley.  2007.  Habitat  utilization,  relative  abundance,  and  seasonality  of  sharks  in  the  estuarine  and  nearshore  waters  of  South  Carolina.  Pages  125–139  in  C.  McCandless,  N.  Kohler,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Vaudo,  J.  J.,  and  M.  R.  Heithaus.  2013.  Microhabitat  selection  by  marine  mesoconsumers  in  a  thermally  heterogeneous  habitat:  behavioral  thermoregulation  or  avoiding  predation  risk?  PloS  one  8:e61907.  Zar,  J.  H.  1999.  Biostatistical  analysis,  4th  edition.  Prentice  Hall,  Upper  Saddle  River,  NJ.   158     Tables  Table  3-­‐1.    Total  catch,  catch  by  gear  (DL=drumline,  GN=gillnet,  LL=longline,  RR=rod  and  reel),  and  minimum  and  maximum  total  length  and  fork  length  or  disc  width  (FL/DW,  mm)  for  species  captured  during  2014-­‐2015  elasmobranch  sampling  in  Back  and  Core  Sounds,  North  Carolina.    Species  marked  with  an  asterisk  were  considered  principle  species  for  further  analysis.     Catch  by  Gear    Species   Total  Catch   DL   GN   LL   RR   Min-­‐Max  TL  (mm)   Min-­‐Max  FL/DW  (mm)  Atlantic  sharpnose  shark*   33   0   6   26   1   326-­‐1000   272-­‐826  Blacknose  shark*   13   1   0   12   0   990-­‐1320   798-­‐1115  Blacktip  shark*   7   0   0   7   0   1112-­‐1295   885-­‐1030  Bluntnose  stingray   5   0   5   0   0   -­‐   150-­‐450  Bonnethead   3   0   3   0   0   955-­‐1080   762-­‐870  Bull  shark   1   1   0   0   0   2500   2090  Bullnose  ray   4   0   4   0   0   -­‐   436-­‐458   Carcharhinus  sp.   2   0   2   0   0   -­‐   -­‐  Cownose  ray*   12   0   9   3   0   -­‐   414-­‐1016  Sandbar  shark   3   0   0   3   0   1219-­‐1600   991-­‐1195  Smooth  dogfish*   10   0   4   6   0   605-­‐1265   512-­‐1065  Southern  stingray*   27   0   3   24   0   -­‐   405-­‐960  Spiny  dogfish*   40   0   5   32   3   790-­‐970   698-­‐860     159    Table  3-­‐2.    Mean  ±  standard  deviation  (SD)  temporal,  environmental,  and  spatial  factors  for  each  elasmobranch  species  captured  during  2014-­‐2015  sampling  in  Back  and  Core  Sounds,  North  Carolina.           Mean  ±  SD        Species   Set  Time  (hours)   Depth  (m)   Temp  (°C)   Salinity  (ppt)   DO  (mg/L)   Inlet  Distance  (km)   SAV  Distance  (m)  Atlantic  sharpnose  shark   1632  ±  059   2.55  ±  1.23   26.56  ±  3.14   32.28  ±  3.36   7.95  ±  1.46   6.75  ±  5.02   569.73  ±  420.41  Blacknose  shark   1908  ±  042   3.17  ±  1.82   25.98  ±  2.79   34.47  ±  2.89   8.39  ±  1.44   3.53  ±  2.20   791.46  ±  639.24  Blacktip  shark   1554  ±  059   2.85  ±  1.87   29.31  ±  0.90   31.56  ±  3.47   6.75  ±  1.48   9.48  ±  5.27   559.20  ±  637.74  Bluntnose  stingray   1551  ±  036   1.40  ±  0.82   26.32  ±  3.80   32.72  ±  1.03   7.92  ±  0.74   5.37  ±  1.58   33.91  ±  38.14  Bonnethead   1029  ±  017   1.08  ±  0.65   25.93  ±  1.62   27.87  ±  0.98   6.76  ±  0.24   6.35  ±  1.99   40.50  ±  10.32  Bull  shark   1936  ±  0   3.81  ±  0   29.00  ±  0   38.60  ±  0   8.38  ±  0   1.17  ±  0   490.27  ±  0  Bullnose  ray   1310  ±  029   2.17  ±  0.42   24.08  ±  1.04   33.40  ±  0.49   7.61  ±  0.66   11.03  ±  5.29   179.84  ±  145.56   Carcharhinus  sp.   1105  ±  0   2.44  ±  0   22.80  ±  0   28.50  ±  0   7.30  ±  0   15.48  ±  0   228.77  ±  0  Cownose  ray   1532  ±  044   2.11  ±  0.50   25.52  ±  3.37   29.98  ±  2.44   8.81  ±  1.38   7.87  ±  5.18   245.99  ±  143.17  Sandbar  shark   1944  ±  033   3.40  ±  1.20   24.30  ±  4.69   34.50  ±  2.69   8.36  ±  1.37   5.33  ±  4.27   389.92  ±  494.23  Smooth  dogfish   1738  ±  041   2.74  ±  0.71   21.51  ±  3.79   34.18  ±  2.42   8.24  ±  0.69   7.66  ±  5.45   489.40  ±  385.92  Southern  stingray   1706  ±  052   3.24  ±  1.53   28.03  ±  1.31   32.21  ±  4.70   9.77  ±  2.58   4.81  ±  2.76   665.84  ±  525.54  Spiny  dogfish   1723  ±  028   2.92  ±  0.71   20.07  ±  1.64   35.43  ±  1.04   8.25  ±  0.44   5.65  ±  2.70   219.32  ±  200.35     160      Table  3-­‐3.  Canonical  values,  cumulative  percent  of  variance  explained,  and  correlations  with  environmental  factors  for  canonicals  generated  by  discriminant  function  analysis.         Canonical  Structure  Canonical   Eigenvalue   Cumulative  %   Set  Time   Temp   Sal   DO   SAV  Dist   Inlet  Dist  1   3.29   84.45   -­‐0.18   0.92   -­‐0.44   0.12   0.43   0.01  2   0.29   91.95   -­‐0.11   0.01   -­‐0.17   0.89   -­‐0.09   -­‐0.32  3   0.24   98.09   0.43   -­‐0.08   0.68   0.23   0.47   -­‐0.70  4   0.04   99.14   0.40   -­‐0.23   0.09   0.27   0.59   0.17  5   0.03   99.80   0.78   0.10   -­‐0.27   -­‐0.05   -­‐0.16   -­‐0.28  6   0.01   100.00   0.04   0.29   0.48   0.27   -­‐0.46   0.54   161    Table  3-­‐4.    Percentage    (%)  of  individual  sharks  classified  as  each  species  based  on  temporal,  environmental,  and  spatial  factors  using  discriminant  function  analysis.    Correct  classifications  are  in  bold.   Species   Atl  sharpnose  shark   Blacknose  shark   Blacktip  shark   Cownose  ray   Smooth  dogfish   Southern  stingray   Spiny  dogfish  Atl  sharpnose  shark   33.33   21.21   9.09   0.00   6.06   27.27   3.03  Blacknose  shark   0.00   53.85   0.00   0.00   15.38   30.77   0.00  Blacktip  shark   0.00   14.29   71.43   14.29   0.00   0.00   0.00  Cownose  ray   8.33   0.00   0.00   41.67   16.67   25.00   8.33  Smooth  dogfish   20.00   0.00   0.00   10.00   50.00   0.00   20.00  Southern  stingray   14.81   7.41   11.11   18.52   0.00   48.15   0.00  Spiny  dogfish   0.00   0.00   0.00   0.00   5.00   0.00   95.00     162      Table  3-­‐5.  Watson's  two  sample  test  results  comparing  mean  set  time  (hours)  for  principle  elasmobranch  species  with  overall  mean  sampling  time  in  Back  and  Core  Sounds.   Species   Mean  Set  Time   U2   p  Atlantic  Sharpnose  Shark   1632  ±  059   0.1   >  0.10  Blacknose  Shark   1908  ±  042   0.12   >  0.10  Blacktip  Shark   1554  ±  059   0.06   >  0.10  Cownose  Ray   1532  ±  044   0.12   >  0.10  Smooth  Dogfish   1738  ±  041   0.17   <  0.10  Southern  Stingray   1706  ±  052   0.06   >  0.10  Spiny  Dogfish   1723  ±  028   0.86   <  0.001   163    Table  3-­‐6.    Watson's  two-­‐sample  test  of  heterogeneity  results  (U2)  determining  difference  in  mean  set  time  between  the  seven  principle  species  captured  in  Back  and  Core  Sounds,  North  Carolina.   Species   Atl  sharpnose  shark   Blacknose  shark   Blacktip  shark   Cownose  ray   Smooth  dogfish   Southern  stingray   Spiny  dogfish  Atl  sharpnose  shark   -­‐              Blacknose  shark   0.092   -­‐            Blacktip  shark   0.062              0.078   -­‐          Cownose  ray   0.097              0.1          0.1   -­‐        Smooth  dogfish   0.117    0.155*   0.136   0.262***   -­‐      Southern  stingray   0.067              0.085   0.077   0.107    0.135   -­‐    Spiny  dogfish                0.485****        0.324**          0.270**   0.400****   0.403****   0.469****   -­‐     *<  0.10,  **<  0.01  ***<  0.05  ****<0.001             164    Table  3-­‐7.    ANOVA  results  showing  significant  differences  in  environmental  and  spatial  habitat  variables  between  principle  elasmobranch  species  sampled  in  Back  Sound,  North  Carolina,  with  Tukey's  Honestly  Significant  Difference  grouping  letters.   ANOVA/Tukey  Results   Depth   Temperature   Salinity   DO   Inlet  Distance   SAV  Distance   F   1.769   42.604   7.56   5.72   3.187   5.672   p   0.11   <0.0001   <0.0001   <0.0001   0.006   <0.0001  Atlantic  sharpnose  shark   A   AB   BC   B   AB   AB  Blacknose  shark   A   AB   AB   AB   B   A  Blacktip  shark   A   A   BC   B   A   ABC  Cownose  ray   A   B   C   AB   AB   BC  Smooth  dogfish   A   C   AB   AB   AB   ABC  Southern  stingray   A   AB   BC   A   AB   AB  Spiny  dogfish   A   C   A   B   AB   C     165    Table  3-­‐8.  Information  for  Blacktip  and  Blacknose  Sharks  acoustically  tagged  and  released  Back  Sound,  NC  during  2015  sampling.   Shark  ID   Species   Tagging  Date   TL  (mm)   Sex  1490   Blacktip  shark   6/14/15   1295   M  1491   Blacknose  shark   6/29/15   1280   M  1488   Blacknose  shark   8/9/15   1162   M  1483   Blacknose  shark   9/19/15   1005   M   166    Table  10.    Species  not  tagged  during  2015  sampling  detected  on  receivers  placed  around  Middle  Marsh,  with  researchers  and  institutions  responsible  for  tagging.   Species     Tagging  Researchers   Institution  Bull  shark   Debra  Abercrombie   Stony  Brook  University  Finetooth  shark   Eric  Reyier  Joseph  Iafrate  Stephanie  Watwood   Kennedy  Space  Center  Ecological  Program  Naval  Undersea  Warfare  Center  Naval  Undersea  Warfare  Center  Cownose  ray   Matthew  Ogburn  Robert  Fisher     Smithsonian  Environmental  Research  Center  Virginia  Institute  of  Marine  Science     167     US East Coast NC VA Study Area Atlantic Ocean 0 4.52.25 Kilometers Middle Marsh Sampling Gear Gillnet Longline Rod and Reel Drumline 0 600300 Meters Receiver Depth (m) > 2.0 < 2.0 Seagrass  Figure  3-­‐1.  Fishery-­‐independent  gillnet,  longline,  rod  and  reel,  and  drumline  sampling  locations  from  2014-­‐2015  within  Back  and  Core  Sounds,  North  Carolina  and  locations  of  acoustic  receivers  deployed  in  2015  in  the  vicinity  of  Middle  Marsh  (inset  map).       168        Figure  3-­‐2.    Length-­‐frequency  histograms  with  count  and  percentage  of  total  population  for  A.  Atlantic  Sharpnose  Sharks,  B.  Blacknose  Sharks,  C.  Blacktip  Sharks,  D.  Cownose  Rays,  E.  Smooth  Dogfish,  F.  Southern  Stingrays,  and  G.  Spiny  Dogfish  catpured  in  Back  and  Core  Sounds  during  2014-­‐2015  sampling.    Lengths  are  total  length  (mm)  for  sharks  and  disc  width  (mm)  for  rays.     169    Figure  3-­‐3.    Radio  graphs  depicting  spatial  overlap  between  each  principle  elasmobranch  species  and  the  other  principle  species,  expressed  as  the  percent  of  sets  in  which  the  given  species  was  caught  with  the  other.   170    Figure  3-­‐4.    Discriminant  function  analysis  plot  classifying  principle  elasmobranch  species  based  on  temporal,  environmental,  and  spatial  factors.    Ellipses  represent  95  %  confidence  intervals.    Biplot  rays  are  placed  off-­‐center  to  improve  legibility.     171      Figure  3-­‐5.    Dates  of  detection  for  each  species  recorded  by  acoustic  receivers  deployed  in  the  vicinity  of  Middle  Marsh,  North  Carolina.       172      Figure  3-­‐6.    Number  of  detections  by  time  period  at  each  Middle  Marsh  acoustic  receiver  site  for  each  species  recorded  within  the  array.               Chapter  4  Inferring  Coastal  Shark  Habitat  Use  Patterns  from  the  Local  Ecological  Knowledge  of  North  Carolina  Fishermen   Abstract     Local  ecological  knowledge  can  be  useful  in  assessing  the  limits  of  fishery-­‐independent  sampling  and  identifying  avenues  for  future  research,  but  efforts  to  verify  observations  with  external  information  should  be  included  as  a  way  to  measure  confidence.    In  this  study,  structured  open-­‐ended  interviews  were  conducted  with  North  Carolina  fishermen  experienced  in  either  targeting  or  encountering  coastal  sharks.    Subjects  selected  for  interviews  were  chosen  by  first  interviewing  a  single  contact  in  each  of  three  sampling  locations:  Wanchese,  Hatteras,  and  Cape  Lookout.    Further  interview  subjects  were  chosen  using  a  snowball  sampling  strategy  in  which  fishermen  referred  by  a  previously  interviewed  fisherman  were  contacted.    This  sampling  strategy  resulted  in  interviews  with  eight  fishermen  spread  across  all  sampling  locations.    Interview  responses  were  compiled  and  similar  observations  made  by  at  least  50  %  of  interviewed  fishermen  were  considered  hypotheses  and  tested  against  information  available  from  surveys  conducted  during  this  dissertation  research,  other  fishery-­‐independent  shark  surveys,  and  primary  literature.    All  hypotheses  generated  by  fisherman  observations  were  supported  or  could  be  considered  plausible  based  on  comparisons  with  external  data.    Key  observations  included  increasing  shark  populations,  migrations  associated  with  movements  and  behavior  of  prey  species,   174   and  the  importance  of  Blacktip  Sharks  (Carcharhinus  limbatus)  and  Sandbar  Sharks  (Carcharhinus  plumbeus)  in  North  Carolina  fisheries.    Plausible  hypotheses  worthy  of  future  study  included  specific  habitat  characteristics  identified  for  Sandbar  Sharks,  Dusky  Sharks  (Carcharhinus  obscurus),  Hammerheads  (Sphyrna  sp.),  and  Tiger  Sharks  (Galeocerdo  cuvier).     Introduction       Management  and  conservation  of  highly  migratory  species  such  as  coastal  sharks  can  be  complicated  by  the  wide-­‐ranging  activity  areas  of  these  species  and  their  ability  to  cross  jurisdictional  boundaries  (Speed  et  al.  2010).    However,  many  shark  species  show  predictable  movements  and  site  fidelity  to  particular  areas  that  may  be  of  greater  importance  to  survival  than  other  areas  within  activity  range  (Hueter  et  al.  2005,  Chapman  et  al.  2015).    Identification  of  these  areas  is  a  crucial  component  of  management  and  conservation  areas  for  these  species  (Hueter  et  al.  2005)  but  habitat  delineation  efforts  are  limited  by  the  ability  of  researchers  to  cover  a  sufficient  spatial  and  temporal  sampling  range.    The  advancement  of  telemetry  methods  has  allowed  researchers  to  expand  the  spatial  and  temporal  range  of  observations  of  marine  species  (Donaldson  et  al.  2014,  Hussey  et  al.  2015)  but  initial  baseline  data  are  still  needed  to  efficiently  deploy  tracking  devices  and  receivers  (Heupel  and  Heuter  2001).     Incorporating  the  local  ecological  knowledge  (LEK)  of  fishermen  can  allow  researchers  to  fill  gaps  in  knowledge  and  can  be  effective  in  informing  sampling   175   efforts  (Johannes  et  al.  2000).    With  proper  planning  the  use  of  ethnographic  methods  such  as  free  lists  and  interviews  can  generate  data  that  can  be  analyzed  using  the  same  methods  as  fishery-­‐independent  field  data  (Garcia-­‐Quijano  2007).    Fishermen  often  make  use  of  marine  environments  at  different  spatial  and  temporal  scales  than  standardized  scientific  surveys,  and  differences  between  their  observations  and  data  collected  by  existing  surveys  can  lead  to  empirically-­‐testable  hypotheses  (Davis  et  al.  2004).    Observations  can  be  compared  with  existing  or  concurrently-­‐collected  fishery-­‐independent  data  to  assess  the  likelihood  that  they  represent  valid  hypotheses  (Silvano  and  Valbo-­‐Jørgensen  2008).    When  LEK  observations  can  be  verified  with  independently-­‐collected  data,  novel  observations  from  the  same  sources  can  be  considered  valid  in  informing  management  decisions  and  further  research  (Gilchrist  et  al.  2005,  Davis  and  Ruddle  2010).    This  approach  has  identified  causes  and  solutions  to  fishery  management  issues  that  may  not  have  been  found  through  the  use  of  standardized  field  sampling  alone  (Johannes  et  al.  2000).     Though  ethnographic  methods  focusing  on  sharks  primarily  have  been  used  to  characterize  fisheries  (e.g.  Fisher  and  Ditton  1993),  these  methods  may  also  be  helpful  in  identifying  aspects  of  coastal  shark  ecology.    Maynou  et  al.  (2011)  used  LEK  to  assess  population  declines  among  sharks  and  other  marine  megafauna  in  the  Mediterranean  Sea  that  matched  those  observed  in  scientific  surveys.    This  approach  has  also  been  used  to  identify  potential  areas  of  estuarine  and  riverine  shark  habitat  in  remote  parts  of  Fiji  (Rasalato  et  al.  2010).    Sharks  provide  some  advantages  for  conducting  LEK  surveys:  their  presence  is  generally  obvious,  species   176   can  be  readily  identified  by  locals,  and  they  can  be  culturally  significant  in  some  areas  (Rasalato  et  al.  2010).         The  goal  of  this  study  was  to  assess  the  use  of  LEK  in  studies  of  shark  habitat  use  within  North  Carolina  waters.    The  validity  of  LEK  data  was  determined  by  comparing  the  observations  of  local  fishermen  with  independently  collected  data  from  recent  surveys  of  coastal  shark  habitat,  including  surveys  undertaken  as  part  of  this  dissertation  and  other  fishery-­‐independent  surveys.    If  LEK  was  determined  to  be  a  valid  source  of  information  on  shark  habitat  use  patterns,  then  novel  hypotheses  were  identified  and  potential  methods  for  testing  them  were  discussed.     Methods       Sampling  effort  was  focused  the  North  Carolina  coast  between  Beaufort  Inlet  and  Wanchese,  encompassing  the  area  of  Raleigh  Bay  and  the  northern  Outer  Banks.    Three  main  locations  were  chosen  as  starting  points  for  sampling:  Cape  Lookout  (including  Atlantic  Beach,  Beaufort,  and  Down  East  communities),  Hatteras  Village,  and  Wanchese.         Fishermen  were  selected  as  interview  subjects  using  a  combination  of  convenience  and  snowball  sampling  (Goodman  1961).    Initial  contacts  in  each  starting  location  were  fishermen  who  have  previously  worked  with  the  author  on  research  involving  sharks  and  who  were  considered  well-­‐informed  about  sharks  in  North  Carolina  waters.    Structured  open-­‐ended  interviews  were  conducted  with  the  initial  contacts,  who  were  then  asked  to  name  and  provide  contact  information  for   177   other  fishermen  within  their  communities  that  they  felt  would  provide  high-­‐quality  information  on  shark  habitat  use.    These  fishermen  were  contacted  for  the  next  round  of  interviews  and  also  asked  to  recommend  further  community  members  who  they  considered  well-­‐informed  about  sharks.    This  process  was  continued  until  attempts  to  contact  the  next  round  of  fishermen  were  unsuccessful,  or  further  recommendations  only  included  fishermen  who  had  already  been  interviewed  or  contacted.    In  an  attempt  to  reduce  bias,  fishermen  were  not  given  any  information  on  others  who  had  been  recommended  for  or  participated  in  interviews,  with  the  exception  of  naming  at  least  one  previous  fisherman  who  recommended  them  during  introduction.     Interviews  were  conducted  opportunistically  either  in-­‐person  or  over  the  phone  and  consisted  of  a  series  of  standardized  questions  to  which  fishermen  were  allowed  to  provide  open-­‐ended  answers.    The  questions  were  grouped  into  three  parts  (Table  1).    Part  1  was  comprised  of  questions  establishing  the  fisherman’s  home  port,  fishing  experience,  and  participation  in  targeted  shark  fisheries.    For  the  purposes  of  this  study  Spiny  Dogfish  (Squalus  acanthias)  and  Smoothhound  (Mustelus  sp.)  fisheries  were  classified  as  targeted  shark  fisheries.    If  no  participation  in  targeted  shark  fisheries  was  mentioned,  the  interview  proceeded  to  Part  2,  which  was  made  up  of  questions  about  sharks  encountered  by  the  fisherman  while  targeting  other  species.    If  participation  in  targeted  shark  fisheries  was  mentioned,  the  interview  proceeded  to  Part  3,  which  included  more  specific  questions  about  species  targeted  and  encountered  while  shark  fishing.    Fishermen  responding  to  questions  in  this  section  were  asked  to  specify  whether  the  shark   178   species  they  mentioned  were  targeted  or  incidentally  encountered.    Part  3  also  included  a  list  of  environmental  factors  with  the  potential  to  influence  shark  presence  or  abundance,  to  which  fishermen  were  asked  to  answer  “yes”  or  “no”  regarding  their  perception  of  the  importance  of  these  factors  to  the  likelihood  of  encountering  sharks.    All  fishermen  were  asked  all  questions  in  Part  1  and  either  Part  2  or  3  in  the  same  order,  and  were  given  the  option  to  refuse  to  answer  any  individual  question.    Exact  wording  of  interview  questions  was  occasionally  changed  for  clarity  if  the  respondent  indicated  that  they  did  not  understand  the  question.    Responses  to  interview  questions  were  recorded  by  hand  during  the  interview,  and  the  name  of  the  fisherman  was  not  included  on  the  sheet  of  responses.     Notes  taken  on  responses  were  coded  into  standardized  terms  (Table  2).    A  fisherman’s  home  port  was  defined  as  either  where  the  fisherman  moored  their  vessel  or  where  they  made  most  of  their  landings,  depending  on  which  of  these  options  was  emphasized.    Responses  regarding  participation  in  fisheries  were  grouped  into  common  themes  (see  Table  2  for  examples).    Responses  directly  referencing  a  particular  shark  species  and/or  environmental  factor  were  also  grouped  accordingly.    The  percentage  of  fishermen  directly  referencing  specific  shark  species,  prey  species,  or  environmental  factors  was  calculated  and  plotted  to  identify  species  and  environmental  conditions  that  may  be  of  particular  importance  to  shark  interactions  with  North  Carolina  fisheries.     Similar  or  identical  observations  made  by  50  %  or  more  of  interviewed  fishermen  were  considered  potential  hypotheses  and  were  assessed  using  a  modified  version  of  the  methodology  of  Silvano  and  Valbo-­‐Jørgensen  (2008).     179   Hypotheses  from  interview  responses  were  generated  by  both  general  and  species-­‐specific  observations  mentioned  by  50  %  or  more  of  the  interviewed  fishermen.    Species-­‐specific  observations  by  50  %  or  more  fishermen  mentioning  a  given  species  were  used  to  generate  species-­‐specific  hypotheses.    Hypotheses  were  compared  with  data  available  from  external  sources.    External  sources  included  data  collected  while  preparing  other  chapters  of  this  dissertation,  fishery-­‐independent  surveys  conducted  within  North  Carolina  waters  from  state  and  federal  fishery  management  agencies  and  universities,  and  information  available  from  primary  literature  sources.    Primary  literature  sources  were  found  by  searching  for  papers  containing  terms  or  concepts  matching  LEK  hypotheses  using  Google  Scholar.      Hypotheses  were  given  one  of  four  potential  classifications  based  on  the  results  of  consultations  of  external  data.    Hypotheses  based  on  observations  that  closely  matched  observations  reported  by  external  sources  on  the  exact  species,  and  within  close  geographic  proximity  to  North  Carolina,  were  classified  as  “Supported”.    Observations  were  classified  as  “Plausible”  if  matching  or  similar  observations  were  reported  by  external  sources  on  similar  species  or  from  geographic  locations  farther  from  the  study  area  than  adjacent  state  or  federal  waters,  or  if  a  general  hypothesis  was  only  supported  on  a  species-­‐specific  basis.    “Implausible”  hypotheses  were  those  that  did  not  match  any  reported  observations  from  external  sources  but  were  also  not  directly  contradicted  by  them.    Hypotheses  were  considered  “Contradicted”  if  LEK  observations  were  the  opposite  of  observations  from  external  sources.    The  observations  of  fishermen  were  considered  a  valid  source  of  testable  hypotheses  if  the  majority  of  observations  were  classified  as  Supported.       180     Results       Snowball  sampling  did  not  proceed  beyond  the  second  round  in  any  sampling  locations.    A  total  of  eight  fishermen  were  interviewed,  equivalent  to  approximately  42.1  %  of  fishermen  holding  directed  or  incidental  shark  permits  in  the  area  of  North  Carolina  between  Atlantic  Beach  and  Wanchese  (19  federal  directed  or  incidental  shark  permits)  (NMFS  2016).    All  three  main  locations  in  the  survey  (Cape  Lookout,  Hatteras  Village,  and  Wanchese)  were  represented  in  the  sample.    Areas  identified  as  home  ports  and  fishing  areas  encompassed  the  entire  study  area  from  Beaufort  Inlet  to  Oregon  Inlet  (Figure  1).    Identified  fishing  areas  outside  the  study  area  included  the  continental  shelf  from  Montauk,  NY  to  Florida,  the  Eastern  Shore  region  of  Virginia,  and  southeastern  North  Carolina  to  Holden  Beach.    Experience  ranged  from  12-­‐39  years  of  fishing  with  a  mean  (±  standard  deviation)  of  25.1  ±  10.1  years.    Five  respondents  were  primarily  commercial  fishermen  and  three  primarily  participated  in  for-­‐hire  charter  or  guide  services.    Seven  of  the  eight  interviewed  fishermen  included  sharks  among  their  usual  target  species.     Responses  to  questions  about  fishery  participation  indicated  that  interviews  covered  a  broad  cross-­‐section  of  fishermen  with  experience  encountering  sharks.    Reasons  for  entering  the  fishery  were  relatively  evenly  distributed  across  respondents,  with  a  majority  (62.5  %)  indicating  reasons  related  to  increased  opportunity  such  as  the  availability  of  sharks  when  other  target  species  were  scarce   181   or  encouragement  from  government  agencies  (Figure  2A).    Gillnets  were  used  by  62.5  %  of  interviewed  fishermen,  followed  by  rod  and  reel  gear  (50  %),  bottom  longline  (37.5  %)  and  pelagic  longline  (12.5  %)  (Figure  2B).    Interviewed  fishermen  targeted  a  variety  of  species,  with  the  highest  percentage  (50  %)  targeting  Tuna  species  (including  Bluefin  Tuna  Thunuus  thyunnus,  Yellowfin  Tuna  Thunnus   albacares,  Blackfin  Tuna  Thunnus  atlanticus,  and  False  Albacore  Euthyunnus   alletteratus)  followed  by  Bluefish  (Pomatomus  saltatrix),  King  Mackerel  (Scomberomorus  cavalla),  and  Spanish  Mackerel  (Scomberomorus  maculatus)  with  37.5  %  of  respondents  each  (Figure  2C).    Fishing  locations  named  or  referenced  by  respondents  included  areas  outside  of  North  Carolina  state  ocean  waters  (62.5  %  of  respondents),  within  state  ocean  waters  (87.5  %  of  respondents),  and  within  estuarine  waters  (37.5  %  of  respondents)  (Figure  2D).      A  total  of  18  shark  species  were  named  as  either  being  targeted  or  encountered  by  fishermen  (Table  3).    Two  species  were  targeted  by  a  majority    (71.4  %)  of  fishermen  participating  in  directed  shark  fisheries:  the  Blacktip  Shark  (Carcharhinus  limbatus)  and  Smooth  Dogfish  (Mustelus  canis)  (Figure  3A).    The  Dusky  Shark  (Carcharhinus  obscurus)  was  reported  as  being  encountered  by  the  most  respondents  (62.5  %)  and  half  of  respondents  included  Hammerheads  (Sphyrna  sp.),  Sand  Tiger  Sharks  (Carcharias  taurus),  Sandbar  Sharks  (Carcharhinus   plumbeus),  and  Tiger  Sharks  (Galeocerdo  cuvier)  among  species  they  encountered  (Figure  3B).    When  mentions  of  species  in  both  targeted  and  encountered  contexts  were  combined,  Blacktip  Sharks  and  Sandbar  Sharks  were  the  most  commonly   182   mentioned  species  (87.5  %  of  respondents),  followed  by  Dusky  Sharks,  Smooth  Dogfish,  and  Spiny  Dogfish  (75  %  of  respondents)  (Figure  3C).         Prey  availability  (100  %  of  respondents)  and  temperature  (87.5  %  of  respondents)  were  most  commonly  identified  as  important  environmental  related  to  likelihood  of  encountering  coastal  sharks  (Figure  4A).    Menhaden  (likely  Atlantic  Menhaden  Brevoortia  tyrannus)  were  the  prey  species  most  commonly  named  in  association  with  shark  movements  and  presence  (65.2  %  of  respondents)  followed  by  Bluefish  and  discarded  shrimp  trawl  bycatch  (Figure  4B).     Six  hypotheses  that  could  be  applied  to  coastal  sharks  in  general  were  generated  by  combining  similar  interview  responses  from  at  least  50  %  of  respondents.    Of  these,  four  were  considered  Supported  based  on  robust  support  from  primary  literature  and  other  chapters  in  this  volume  (Table  4).    The  other  two  hypotheses  were  considered  Plausible  due  to  limited  or  indirect  support  (in  the  case  of  migrations  following  prey  availability)  or  support  only  on  a  species-­‐specific  basis  (as  was  the  case  for  increased  size  with  depth).       All  species-­‐specific  LEK  hypotheses  were  classified  as  either  Supported  or  Plausible  after  consulting  external  data  sources  (Table  5).    Among  species  with  more  than  one  LEK  hypothesis,  the  majority  of  hypotheses  related  to  Atlantic  Sharpnose  Sharks,  Blacktip  Sharks,  Sandbar  Sharks,  Smooth  Dogfish,  and  Spiny  Dogfish  were  Supported,  while  the  majority  of  hypotheses  regarding  Dusky  Sharks  and  Tiger  Sharks  were  considered  Plausible  based  on  the  results  of  studies  conducted  in  locations  far  from  North  Carolina  waters  or  studies  with  limited  sample  sizes.         183   Discussion     There  were  no  hypotheses  based  on  the  observations  of  at  least  50  %  of  interviewed  fishermen  that  could  be  considered  implausible  or  contrary  to  external  data  sources,  suggesting  that  LEK  could  be  useful  for  filling  knowledge  gaps  and  directing  future  efforts  for  shark  surveys.    Observations  included  most  species  considered  to  have  a  regular  presence  in  North  Carolina  waters  and  identified  specific  habitat  characteristics,  interspecific  interactions,  and  fishery  interactions  that  could  be  empirically  tested  using  fishery-­‐independent  methods.         The  sample  population  was  the  equivalent  of  nearly  half  of  the  total  number  of  north/central  North  Carolina  fishermen  holding  directed  or  incidental  shark  permits  (NMFS  2016).    The  inability  to  continue  snowball  sampling  beyond  the  second  round  of  interviews  in  any  particular  community  supports  the  assumption  that  the  sample  size  is  representative  of  a  relatively  small,  elite  community  of  fishermen  in  North  Carolina.    Though  the  interviewed  population  included  one  individual  who  did  not  identify  sharks  among  their  primary  target  species,  most  fishermen  identified  during  snowball  sampling  were  shark  fishermen,  and  the  fact  that  the  questions  focused  on  coastal  sharks  likely  caused  interview  respondents  to  recommend  shark  fishermen.    No  named  home  port  or  fishing  area  was  shared  between  more  than  50  %  of  interviewed  fishermen,  decreasing  potential  response  bias  from  any  particular  geographic  location  within  the  overall  study  area.    Most  gear  types  used  in  commercial  and  recreational  dogfish  or  coastal  shark  fisheries  were  included,  though  most  fishermen  utilized  more  than  one  gear  type.    Other  targeted  species  named  by  fishermen  are  captured  in  fisheries  known  to  have  a  high   184   shark  interaction  and  bycatch  rates  (Jensen  and  Hopkins  2001,  Thorpe  and  Frierson  2009,  Mathers  et  al.  2013,  Enzenauer  et  al.  2015).     Most  general  LEK  hypotheses  applying  to  all  coastal  sharks  were  consistent  with  external  information.    There  was  total  consensus  among  interviewed  fishermen  that  shark  populations  have  shown  recent  increases  and  that  migrations  are  associated  with  prey  movements.    Recent  population  increases  have  been  noted  for  species  identified  by  North  Carolina  fishermen,  including  Bull  Sharks,  Tiger  Sharks,  Dusky  Sharks,  and  Spiny  Dogfish  (Rago  and  Sosebee  2010,  Carlson  et  al.  2012,  McCandless  et  al.  2014).    General  increases  in  coastal  shark  populations  have  been  observed  by  the  NMFS  fishery-­‐independent  shark  longline  survey  (Jones  2015)  and  in  the  form  of  increased  shark  landings  in  the  United  States  despite  a  continuing  decreasing  trend  worldwide  (Davidson  et  al.  2016).    These  increases  have  been  attributed  to  shark  fishery  management  policies  in  United  States  waters  (McCandless  et  al.  2014,  Davidson  et  al.  2016),  an  opinion  shared  by  many  of  the  interviewed  fishermen.    The  hypothesis  that  coastal  shark  migrations  follow  migrations  of  prey  species  has  some  indirect  support  from  observations  of  migration  timing  coinciding  with  prey  spawning  activity  (Kajiura  and  Tellman  2016)  and  associations  between  pelagic  shark  movements  and  high-­‐productivity  areas  (Block  et  al.  2011,  Queiroz  et  al.  2016).    Menhaden  species  (Brevoortia  sp.)  have  been  found  to  make  up  a  significant  portion  of  the  diets  of  several  coastal  shark  species  occurring  in  North  Carolina  (Castro  1996,  Bethea  et  al.  2004,  Ellis  and  Musick  2007,  Bangley  and  Rulifson  2014b)  and  associations  with  particular  temperature  ranges  are  widespread  among  coastal  sharks  (see  Schlaff  et  al.  2014  for   185   a  review,  also  Chapters  1-­‐3,  this  volume).    Though  selection  of  shallow  habitats  by  juvenile  coastal  sharks  is  well-­‐documented  (Heithaus  2007,  Grubbs  2010,  Guttridge  et  al.  2012),  increasing  size  with  depth  was  only  supported  by  external  data  on  a  species-­‐specific  basis.    Sandbar  Sharks  show  an  ontogenetic  shift  towards  deeper  habitats  with  increasing  size  (Grubbs  et  al.  2007,  Grubbs  2010)  and  catch  and  satellite  telemetry  data  suggest  that  Dusky  Shark  juveniles  occur  closer  to  shore  than  adults  (Jensen  and  Hopkins  2001,  Carlson  and  Gulak  2012,  Hoffmayer  et  al.  2014).    However,  large  adult  Tiger  and  Great  Hammerhead  Sharks  (Sphyrna   mokarran)  have  been  observed  foraging  in  shallow  nearshore  or  estuarine  habitats  (Heithaus  et  al.  2002,  Roemer  et  al.  2016).     Species  referenced  specifically  by  fishermen  were  generally  the  most  common  species  in  fishery-­‐independent  shark  surveys  and  comprised  significant  portions  of  fishery  landings  or  bycatch  (Mathers  et  al.  2013,  Schwartz  et  al.  2013,  Enzenauer  et  al.  2015,  Jones  2015,  see  also  Chapters  1-­‐3,  this  volume).    Blacktip  and  Sandbar  Sharks  appeared  to  be  of  particular  importance  to  North  Carolina  fishermen.    Blacktip  Sharks  are  targeted  in  both  commercial  and  recreational  shark  fisheries  (NMFS  2012,  2015,  Enzenauer  et  al.  2015).    Sandbar  Sharks  can  only  be  landed  by  participants  in  a  limited-­‐access  research  fishery  (NMFS  2007)  but  can  be  a  highly  abundant  bycatch  in  gillnet  fisheries  (Jensen  and  Hopkins  2001,  Thorpe  and  Frierson  2009).    A  time-­‐area  closure  put  in  place  to  protect  juveniles  Sandbar  Sharks  effectively  closes  bottom  longline  fisheries  in  North  Carolina  waters  for  half  the  year  (NMFS  2003),  giving  this  species  considerable  influence  over  other  fisheries  in  the  area.    Tiger  Sharks  and  Hammerhead  species  were  mentioned  relatively  often   186   compared  to  their  importance  in  fishery  landings  (NMFS  2015)  but  are  easily-­‐identified  charismatic  species  that  may  be  more  memorable  for  fishermen.    Recent  fishery  management  policies  place  Hammerheads  under  a  low  quota  linked  to  the  large  coastal  shark  fishery  (NMFS  2013)  so  this  group  may  receive  more  attention  from  fishermen  due  to  their  potential  to  influence  the  length  of  the  coastal  shark  season.         Most  species-­‐specific  LEK  hypotheses  were  supported  by  external  data,  but  interview  responses  suggest  that  more  information  about  habitat  use  by  Sandbar  Sharks,  Dusky  Sharks,  Hammerheads,  and  Tiger  Sharks  in  North  Carolina  waters  is  needed.    Specific  habitat  characteristics  were  mentioned  for  each  of  these  species  that  could  be  key  to  avoiding  or  more  efficiently  targeting  them.    Differences  in  juvenile  and  adult  habitat  use  by  Sandbar  and  Dusky  Sharks  could  influence  the  size  and  duration  of  the  Mid-­‐Atlantic  shark  closure  (NMFS  2003)  and  could  be  empirically  assessed  using  fishery-­‐independent  surveys  stratified  by  depth,  temperature,  and  season.    Interview  responses  also  suggested  intriguing  associations  with  particular  habitat  features  among  Hammerhead  species  and  Tiger  Sharks  that  are  plausible  based  on  external  data.    Vertical  movements  of  Scalloped  Hammerhead  Sharks  (Sphyrna  lewini)  have  been  associated  with  thermoclines  (Hoffmayer  et  al.  2013,  Ketchum  et  al.  2014),  so  it  may  be  possible  that  Hammerheads  associate  with  horizontal  temperature  changes  resulting  from  the  proximity  of  the  Gulf  Stream  to  Cape  Hatteras.    Tiger  Sharks  are  known  to  show  site  fidelity  to  particular  foraging  habitats  (Meyer  et  al.  2010,  Werry  et  al.  2014)  and  have  long  been  documented  near  Cape  Lookout  during  the  summer  (Gudger  1948).     187   For  both  Hammerhead  species  and  Tiger  Sharks,  associations  with  particular  habitats  could  be  assessed  using  telemetry  methods  (see  Chapters  1  and  3,  this  volume,  for  examples).         The  results  of  this  study  show  that  LEK  observations  can  be  a  valid  source  of  quantifiable  data  that  can  be  used  to  develop  studies  to  answer  fishery  management  questions  (Neis  et  al.  1999,  Johannes  et  al.  2000).    Due  to  the  limited  level  of  participating  in  shark  fisheries  in  north/central  North  Carolina,  interviews  ultimately  focused  on  a  small,  elite  group  of  shark  fishermen  within  each  sampling  location.    Interviews  with  members  of  elite  groups  can  provide  large  amounts  of  data  that  may  be  otherwise  inaccessible  or  obscured  from  surveys  of  the  general  population,  but  sampling  elite  populations  also  requires  a  considerable  time  commitment  in  making  contacts  and  preparing  for  interviews  (Goldstein  2003).    Using  referrals  from  previously  interviewed  fishermen  and  standardizing  interview  questions  allowed  access  into  this  small,  geographically  widespread  community  while  assuring  that  data  could  be  compared  across  individual  fishermen  and  sampling  locations.    Use  of  external  data  to  verify  LEK  observations  also  allowed  for  an  assessment  of  the  accuracy  of  interview  responses,  increasing  confidence  that  interview  responses  represented  valid  observations  (Gilchrist  et  al.  2005,  Davis  and  Ruddle  2010).         In  conclusion,  the  observations  of  fishermen  targeting  highly  migratory  species  such  as  coastal  sharks  can  be  considered  a  valid  source  of  information  on  the  local  habitat  use  patterns  of  those  species.    Therefore  LEK,  provided  it  is  sourced  from  a  plurality  of  experts,  can  be  used  to  identify  and  answer  questions  not   188   covered  by  existing  fishery-­‐independent  efforts.    In  this  example,  the  accurate  observations  of  North  Carolina  fishermen  provided  several  empirically  testable  hypotheses  with  important  implications  to  the  area’s  fisheries.  In  particular,  hypotheses  regarding  habitat  differences  between  juvenile  and  adult  Sandbar  and  Dusky  Sharks  and  potential  aggregation  areas  for  Hammerheads  can  be  tested  using  established  methods  for  assessing  shark  habitat  use,  and  could  directly  affect  the  ability  of  fishermen  to  avoid  these  species  while  more  efficiently  pursuing  target  species.     References  Abel,  D.  C.,  R.  F.  Young,  J.  A.  Garwood,  M.  J.  Travaline,  and  B.  K.  Yednock.  2007.  Survey  of  the  shark  fauna  in  two  South  Carolina  estuaries  and  the  impact  of  salinity  structure.  Pages  109–124  in  C.  McCandless,  N.  Kohler,  and  J.  Pratt,  H.L.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Bangley,  C.,  and  R.  Rulifson.  2014a.  Observations  on  spiny  dogfish  (Squalus   acanthias)  captured  in  late  spring  in  a  North  Carolina  estuary.  F1000Research  3:189.  Bangley,  C.  W.,  and  R.  A.  Rulifson.  2014b.  Feeding  habits,  daily  ration,  and  potential  predatory  impact  of  mature  female  Spiny  Dogfish  in  North  Carolina  coastal  waters.  North  American  Journal  of  Fisheries  Management  34:668–677.  Bethea,  D.,  J.  Buckel,  and  J.  Carlson.  2004.  Foraging  ecology  of  the  early  life  stages  of   189   four  sympatric  shark  species.  Marine  Ecology  Progress  Series  268:245–264.  Bethea,  D.  M.,  J.  K.  Carlson,  J.  A.  Buckel,  and  M.  Satterwhite.  2006.  Ontogenetic  and  site-­‐related  trends  in  the  diet  of  the  Atlantic  Sharpnose  Shark  Rhizoprionodon   terraenovae  from  the  northeast  Gulf  of  Mexico.  Bulletin  of  Marine  Science  78:287–307.  Block,  B.  A.,  I.  D.  Jonsen,  S.  J.  Jorgensen,  A.  J.  Winship,  S.  A.  Shaffer,  S.  J.  Bograd,  E.  L.  Hazen,  D.  G.  Foley,  G.  A.  Breed,  A.-­‐L.  Harrison,  J.  E.  Ganong,  A.  Swithenbank,  M.  Castleton,  H.  Dewar,  B.  R.  Mate,  G.  L.  Shillinger,  K.  M.  Schaefer,  S.  R.  Benson,  M.  J.  Weise,  R.  W.  Henry,  and  D.  P.  Costa.  2011.  Tracking  apex  marine  predator  movements  in  a  dynamic  ocean.  Nature  475:86–90.  Carlson,  J.  K.,  and  S.  J.  B.  Gulak.  2012.  Habitat  use  and  movements  patterns  of  Oceanic  Whitetip,  Bigeye  Thresher  and  Dusky  Sharks  based  on  archival  satellite  tags.  Collected  Volumes  of  Scientific  Papers  of  the  ICCAT  68:1922–1932.  Carlson,  J.  K.,  L.  F.  Hale,  A.  Morgan,  and  G.  Burgess.  2012.  Relative  abundance  and  size  of  coastal  sharks  derived  from  commercial  shark  longline  catch  and  effort  data.  Journal  of  fish  biology  80:1749–1764.  Castro,  J.  1996.  Biology  of  the  Blacktip  Shark,  Carcharhinus  limbatus,  off  the  southeastern  United  States.  Bulletin  of  Marine  Science  59:508–522.  Castro,  J.  I.  1993.  The  shark  nursery  of  Bulls  Bay,  South  Carolina,  with  a  review  of  the  shark  nurseries  of  the  southeastern  coast  of  the  United  States.  Environmental  Biology  of  Fishes  38:37–48.  Chapman,  D.  D.,  K.  a.  Feldheim,  Y.  P.  Papastamatiou,  and  R.  E.  Hueter.  2015.  There  and  back  again:  A  review  of  residency  and  return  migrations  in  sharks,  with   190   implications  for  population  structure  and  management.  Annual  Review  of  Marine  Science  7:547–570.  Conrath,  C.  L.,  and  J.  A.  Musick.  2008.  Investigations  into  depth  and  temperature  habitat  utilization  and  overwintering  grounds  of  juvenile  Sandbar  Sharks,   Carcharhinus  plumbeus:  the  importance  of  near  shore  North  Carolina  waters.  Environmental  Biology  of  Fishes  82:123–131.  Curtis,  T.  H.,  D.  H.  Adams,  and  G.  H.  Burgess.  2011.  Seasonal  distribution  and  habitat  associations  of  Bull  Sharks  in  the  Indian  River  Lagoon,  Florida:  A  30-­‐year  synthesis.  Transactions  of  the  American  Fisheries  Society  140:1213–1226.  Davidson,  L.  N.  K.,  M.  A.  Krawchuk,  and  N.  K.  Dulvy.  2016.  Why  have  global  shark  and  ray  landings  declined:  Improved  management  or  overfishing?  Fish  and  Fisheries  17:438–458.  Davis,  A.,  J.  M.  Hanson,  H.  Watts,  and  H.  MacPherson.  2004.  Local  ecological  knowledge  and  marine  fisheries  research:  the  case  of  White  Hake  (Urophycis   tenuis)  predation  on  juvenile  American  Lobster  (Homarus  americanus).  Canadian  Journal  of  Fisheries  and  Aquatic  Sciences  61:1191–1201.  Davis,  A.,  and  K.  Ruddle.  2010.  Constructing  confidence:  rational  skepticism  and  systematic  enquiry  in  local  ecological  knowledge  research.  Ecological  Applications  20:880–894.  Donaldson,  M.  R.,  S.  G.  Hinch,  C.  D.  Suski,  A.  T.  Fisk,  M.  R.  Heupel,  and  S.  J.  Cooke.  2014.  Making  connections  in  aquatic  ecosystems  with  acoustic  telemetry  monitoring.  Frontiers  in  Ecology  and  the  Environment  12:565–573.  Ellis,  J.  K.,  and  J.  A.  Musick.  2007.  Ontogenetic  changes  in  the  diet  of  the  Sandbar   191   Shark,  Carcharhinus  plumbeus,  in  lower  Chesapeake  Bay  and  Virginia  (USA)  coastal  waters.  Environmental  Biology  of  Fishes  80:51–67.  Enzenauer,  M.  P.,  B.  M.  Deacy,  and  J.  K.  Carlson.  2015.  Characterization  of  the  shark  bottom  longline  fishery:  2014.  NOAA  Technical  Memorandum  NMFS-­‐SEFSC-­‐677.  Fisher,  M.  R.,  and  R.  B.  Ditton.  1993.  A  social  and  economic  characterization  of  the  U.S.  Gulf  of  Mexico  recreational  shark  fishery.  Marine  Fisheries  Review  55:21–27.  Froeschke,  J.,  G.  Stunz,  and  M.  Wildhaber.  2010.  Environmental  influences  on  the  occurrence  of  coastal  sharks  in  estuarine  waters.  Marine  Ecology  Progress  Series  407:279–292.  Garcia-­‐Quijano,  C.  G.  2007.  Fishers’  knowledge  of  marine  species  assemblages:  Bridging  between  scientific  and  LEK  in  southeastern  Puerto  Rico.  American  Anthropologist  109:529–536.  Gelsleichter,  J.,  J.  A.  Musick,  and  S.  Nichols.  1999.  Food  habits  of  the  Smooth  Dogfish,   Mustelus  canis,  Dusky  Shark,  Carcharhinus  obscurus,  Atlantic  Sharpnose  Shark,   Rhizoprionodon  terraenovae,  and  the  Sand  Tiger,  Carcharias  taurus,  from  the  northwest  Atlantic  Ocean.  Environmental  Biology  of  Fishes  54:205–217.  Gilchrist,  G.,  M.  Mallory,  and  F.  Merkel.  2005.  Can  local  ecological  knowledge  contribute  to  wildlife  management?  Case  studies  of  migratory  birds.  Ecology  and  Society  10:20.  Goldstein,  K.  2003.  Getting  in  the  door:  Sampling  and  completing  elite  interviews.  Political  Science  &  Politics  35:669–672.   192   Goodman,  L.  A.  1961.  Snowball  sampling.  The  Annals  of  Mathematical  Statistics  32:148–170.  Grabowski,  J.,  A.  Hughes,  D.  Kimbro,  and  M.  Dolan.  2005.  How  habitat  setting  influences  restored  oyster  reef  communities.  Ecology  86:1926–1935.  Grubbs,  R.  D.  2010.  Ontogenetic  shifts  in  movements  and  habitat  use.  Pages  319–350   in  J.  C.  Carrier,  J.  A.  Musick,  and  M.  R.  Heithaus,  editors.  Sharks  and  their  relatives  II:  biodiversity,  adaptive  physiology,  and  conservation.  CRC  Press,  Boca  Raton,  FL.  Grubbs,  R.  D.,  J.  A.  Musick,  C.  L.  Conrath,  and  J.  G.  Romine.  2007.  Long-­‐term  movements,  migration,  and  temporal  delineation  of  a  summer  nursery  for  juvenile  Sandbar  Sharks  in  the  Chesapeake  Bay  region.  Pages  87–107  in  C.  T.  McCandless,  N.  E.  Kohler,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Gudger,  E.  W.  1948.  The  Tiger  Shark,  Galeocerdo  tigrinus,  on  the  North  Carolina  coast  and  its  food  and  feeding  habits  there.  Journal  of  the  Elisha  Mitchell  Scientific  Society  64:221–233.  Guttridge,  T.  L.,  S.  H.  Gruber,  B.  R.  Franks,  S.  T.  Kessel,  K.  S.  Gledhill,  J.  Uphill,  J.  Krause,  and  D.  W.  Sims.  2012.  Deep  danger:  Intra-­‐specific  predation  risk  influences  habitat  use  and  aggregation  formation  of  juvenile  Lemon  Sharks   Negaprion  brevirostris.  Marine  Ecology  Progress  Series  445:279–291.  Heithaus,  M.  R.  2007.  Nursery  areas  as  essential  shark  habitats:  a  theoretical  perspective.  Pages  3–13  in  C.  McCandless,  N.  Kohler,  and  J.  Pratt,  H.L.,  editors.   193   Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Heithaus,  M.  R.,  L.  M.  Dill,  G.  J.  Marshall,  and  B.  Buhleier.  2002.  Habitat  use  and  foraging  behavior  of  Tiger  Sharks  (Galeocerdo  cuvier)  in  a  seagrass  ecosystem.  Marine  Biology  140:237–248.  Heupel,  M.  R.,  and  R.  E.  Heuter.  2001.  Use  of  an  automated  acoustic  telemetry  system  to  passively  track  juvenile  Blacktip  Shark  movements.  Pages  217–236  in  J.  R.  Sibert  and  J.  L.  Nielsen,  editors.  Electronic  Tagging  and  Tracking  in  Marine  Fisheries.  Springer  Netherlands,  Dordrecht.  Heupel,  M.  R.,  C.  A.  Simpfendorfer,  A.  B.  Collins,  and  J.  P.  Tyminski.  2006.  Residency  and  movement  patterns  of  Bonnethead  Sharks,  Sphyrna  tiburo,  in  a  large  Florida  estuary.  Environmental  Biology  of  Fishes  76:47–67.  Hoffmayer,  E.  R.,  J.  S.  Franks,  W.  B.  Driggers,  and  P.  W.  Howey.  2013.  Diel  vertical  movements  of  a  Scalloped  Hammerhead,  Sphyrna  lewini,  in  the  Northern  Gulf  of  Mexico.  Bulletin  of  Marine  Science  89:551–557.  Hoffmayer,  E.  R.,  J.  S.  Franks,  W.  B.  Driggers,  J.  A.  McKinney,  J.  M.  Hendon,  and  J.  M.  Quattro.  2014.  Habitat,  movements  and  environmental  preferences  of  Dusky  Sharks,  Carcharhinus  obscurus,  in  the  northern  Gulf  of  Mexico.  Marine  Biology  161:911–924.  Hueter,  R.  E.,  M.  R.  Heupel,  E.  J.  Heist,  and  D.  B.  Keeney.  2005.  Evidence  of  philopatry  in  sharks  and  implications  for  the  management  of  shark  fisheries.  Journal  of  Northwest  Atlantic  Fishery  Science  35:239–247.   194   Hueter,  R.  E.,  and  J.  P.  Tyminski.  2007.  Species-­‐specific  distribution  and  habitat  characteristics  of  shark  nurseries  in  Gulf  of  Mexico  waters  off  peninsular  Florida  and  Texas.  Pages  193–223  in  C.  McCandless,  N.  Kohler,  and  J.  Pratt,  H.L.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Hussey,  N.  E.,  S.  T.  Kessel,  K.  Aarestrup,  S.  J.  Cooke,  P.  D.  Cowley,  A.  T.  Fisk,  R.  G.  Harcourt,  K.  N.  Holland,  S.  J.  Iverson,  J.  F.  Kocik,  J.  E.  Mills  Flemming,  and  F.  G.  Whoriskey.  2015.  Aquatic  animal  telemetry:  A  panoramic  window  into  the  underwater  world.  Science  348:1255642.  Jensen,  C.  F.,  and  G.  A.  Hopkins.  2001.  Evaluation  of  bycatch  in  the  North  Carolina  Spanish  and  king  mackerel  sinknet  fishery  with  emphasis  on  sharks  during  October  and  November  1998  and  2000  including  historical  data  from  1996-­‐1997.  A  report  to  North  Carolina  Sea  Grant  in  fulfillment  of  the  Fishery  Resource  Grant  Project  #  98FEG-­‐47.  Jensen,  C.  F.,  T.  Thorpe,  M.  L.  Moser,  J.  J.  Francesco,  G.  A.  Hopkins,  and  D.  Beresoff.  2002.  Shark  nursery  areas  in  North  Carolina  state  waters.  Pages  61–73  in  C.  McCandless,  J.  Pratt,  H.L.,  and  N.  Kohler,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  East  Coast  waters  of  the  United  States:  an  overview.  An  internal  report  to  NOAA’s  Highly  Migratory  Species  Office.  NOAA  Fisheries  Narragansett  Lab,  Narragansett,  RI.  Johannes,  R.  E.,  M.  M.  R.  Freeman,  and  R.  J.  Hamilton.  2000.  Ignore  fishers’  knowledge  and  miss  the  boat.  Fish  and  Fisheries  1:257–271.   195   Jones,  L.  M.  2015.  NOAA  cruise  report:  2015  Red  Snapper/shark  bottom  longline.  NOAA,  Silver  Spring,  MD.  Kajiura,  S.  M.,  and  S.  L.  Tellman.  2016.  Quantification  of  massive  seasonal  aggregations  of  Blacktip  Sharks  (Carcharhinus  limbatus)  in  southeast  Florida.  PloS  one  11:e0150911.  Ketchum,  J.  T.,  A.  Hearn,  A.  P.  Klimley,  E.  Espinoza,  C.  Peñaherrera,  and  J.  L.  Largier.  2014.  Seasonal  changes  in  movements  and  habitat  preferences  of  the  Scalloped  Hammerhead  Shark  (Sphyrna  lewini)  while  refuging  near  an  oceanic  island.  Marine  Biology  161:755–767.  Mathers,  A.  N.,  M.  S.  Passerotti,  and  J.  K.  Carlson.  2013.  Catch  and  bycatch  in  U.S.  southeast  gillnet  fisheries,  2012.  NOAA  Technical  Memorandum  NMFS-­‐SEFSC-­‐648.  Maynou,  F.,  M.  Sbrana,  P.  Sartor,  C.  Maravelias,  S.  Kavadas,  D.  Damalas,  J.  E.  Cartes,  and  G.  Osio.  2011.  Estimating  trends  of  population  decline  in  long-­‐lived  marine  species  in  the  mediterranean  sea  based  on  fishers’  perceptions.  PLoS  one  6:  e21818.  McCandless,  C.  T.,  P.  Conn,  P.  Cooper,  E.  Cortés,  S.  W.  Laporte,  and  M.  F.  Nammack.  2014.  Status  review  report:  northwest  Atlantic  Dusky  Shark  (Carcharhinus   obscurus).  NOAA,  Silver  Spring,  MD.  Merson,  R.  R.,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.  2001.  Distribution,  movements  and  growth  of  young  Sandbar  Sharks,  Carcharhinus  plumbeus,  in  the  nursery  grounds  of  Delaware  Bay.  Environmental  Biology  of  Fishes  61:13–24.  Meyer,  C.  G.,  Y.  P.  Papastamatiou,  and  K.  N.  Holland.  2010.  A  multiple  instrument   196   approach  to  quantifying  the  movement  patterns  and  habitat  use  of  Tiger  (Galeocerdo  cuvier)  and  Galapagos  Sharks  (Carcharhinus  galapagensis)  at  French  Frigate  Shoals,  Hawaii.  Marine  Biology  157:1857–1868.  Neis,  B.,  D.  C.  Schneider,  L.  Felt,  R.  L.  Haedrich,  J.  Fischer,  and  J.  A.  Hutchings.  1999.  Fisheries  assessment:  what  can  be  learned  from  interviewing  resource  users?  Canadian  Journal  of  Fisheries  and  Aquatic  Sciences  56:1949–1963.  NMFS.  2003.  Final  Amendment  1  to  the  Fisherey  Management  Plan  for  Atlantic  Tunas,  Billfish,  and  Sharks.  NOAA,  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2007.  Final  Amendment  2  to  the  Consolidated  Atlantic  Highly  Migratory  Species  Fishery  Management  Plan.  NOAA,  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2012.  Endangered  Species  Act  -­‐  Section  7  -­‐  Biological  Opinion  -­‐  Continued  authroization  of  Atlantic  shark  fisheries  via  the  Consolidated  HMS  Fishery  Management  Plan  as  amended  by  Amendments  3  and  4  and  the  federal  authorization  of  a  smoothound  fishery.  NOAA,  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2013.  Final  Amendment  5a  to  the  2006  Consolidated  Atlantic  Highly  Migratory  Species  Fishery  Management  Plan.  NOAA,  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2015.  2015  Stock  Assessment  and  Fishery  Evaluation  (SAFE)  Report  for  Atlantic  Highly  Migratory  Species.  NOAA,  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2016.  List  of  frequent  FOIA  requests  regarding  permits,  vessels,  and  IFQ.  http://sero.nmfs.noaa.gov/operations_management_information_services/constituency_services_branch/freedom_of_information_act/common_foia/index.html.  (accessed  3  May  2016).  Queiroz,  N.,  N.  E.  Humphries,  G.  Mucientes,  N.  Hammerschlag,  F.  P.  Lima,  K.  L.  Scales,   197   P.  I.  Miller,  L.  L.  Sousa,  R.  Seabra,  and  D.  W.  Sims.  2016.  Ocean-­‐wide  tracking  of  pelagic  sharks  reveals  extent  of  overlap  with  longline  fishing  hotspots.  Proceedings  of  the  National  Academy  of  Sciences  113:201510090.  Raby,  G.  D.,  J.  R.  Packer,  A.  J.  Danylchuk,  and  S.  J.  Cooke.  2014.  The  understudied  and  underappreciated  role  of  predation  in  the  mortality  of  fish  released  from  fishing  gears.  Fish  and  Fisheries  15:489–505.  Rago,  P.  J.,  and  K.  A.  Sosebee.  2010.  Biological  reference  points  for  Spiny  Dogfish.  NEFSC  Reference  Document  10-­‐06.  NOAA,  Silver  Spring,  MD.  Rasalato,  E.,  V.  Maginnity,  and  J.  M.  Brunnschweiler.  2010.  Using  local  ecological  knowledge  to  identify  shark  river  habitats  in  Fiji  (South  Pacific).  Environmental  Conservation  37:90–97.  Roemer,  R.  P.,  A.  J.  Gallagher,  and  N.  Hammerschlag.  2016.  Shallow  water  tidal  flat  use  and  associated  specialized  foraging  behavior  of  the  Great  Hammerhead  shark  (Sphyrna  mokarran).  Marine  and  Freshwater  Behaviour  and  Physiology  http://dx.doi.org/10.1080/10236244.2016.1168089.  Rountree,  R.  A.,  and  K.  W.  Able.  1996.  Seasonal  abundance,  growth,  and  foraging  habits  of  juvenile  Smooth  Dogfish,  Mustelus  canis,  in  a  New  Jersey  estuary.  Fishery  Bulletin  94:522–534.  Schlaff,  A.  M.,  M.  R.  Heupel,  and  C.  A.  Simpfendorfer.  2014.  Influence  of  environmental  factors  on  shark  and  ray  movement,  behaviour  and  habitat  use:  a  review.  Reviews  in  Fish  Biology  and  Fisheries  24:1089–1103.  Schwartz,  F.  2000.  Elasmobranchs  of  the  Cape  Fear  River,  North  Carolina.  Journal  of  the  Elisha  Mitchell  Scientific  Society  116:206–224.   198   Schwartz,  F.  J.  2012.  Bull  Sharks  in  North  Carolina.  Journal  of  the  North  Carolina  Academy  of  Sciences  128:88–91.  Schwartz,  F.  J.,  J.  J.  Hoey,  C.  T.  McCandless,  and  C.  H.  Peterson.  2013.  Longline  shark  survey  data  report:  1972-­‐2011.  UNC  Institute  of  Marine  Science,  Morehead  City,  NC.  Silvano,  R.  A.  M.,  and  J.  Valbo-­‐Jørgensen.  2008.  Beyond  fishermen’s  tales:  contributions  of  fishers’  local  ecological  knowledge  to  fish  ecology  and  fisheries  management.  Environment,  Development  and  Sustainability  10:657–675.  Speed,  C.  W.,  I.  C.  Field,  M.  G.  Meekan,  and  C.  J.  A.  Bradshaw.  2010.  Complexities  of  coastal  shark  movements  and  their  implications  for  management.  Marine  Ecology  Progress  Series  408:275–293.  Thorpe,  T.,  and  D.  Frierson.  2009.  Bycatch  mitigation  assessment  for  sharks  caught  in  coastal  anchored  gillnets.  Fisheries  Research  98:102–112.  Ulrich,  G.  F.,  C.  M.  Jones,  W.  B.  I.  Driggers,  J.  M.  Drymon,  D.  Oakley,  and  C.  Riley.  2007.  Habitat  utilization,  relative  abundance,  and  seasonality  of  sharks  in  the  estuarine  and  nearshore  waters  of  South  Carolina.  Pages  125–139  in  C.  McCandless,  N.  Kohler,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Werry,  J.  M.,  S.  Planes,  M.  L.  Berumen,  K.  A.  Lee,  C.  D.  Braun,  and  E.  Clua.  2014.  Reef-­‐fidelity  and  migration  of  Tiger  Sharks,  Galeocerdo  cuvier,  across  the  Coral  Sea.  PloS  one  9:e83249.   Tables   199   Table  4-­‐1.    Standardized  interview  questions  used  to  gather  local  ecological  knowledge  of  shark  habitat  use  patterns  from  North  Carolina  fishermen.   Part  1  –  Background  Information  1.  What  is  your  home  port?  2.  How  many  years  of  fishing  experience  do  you  have?  3.  Where  did  you  learn  to  fish?  4.  What  species  do  you  typically  target?   Part  2  –  Not  Targeting  Sharks  1.  How  did  you  get  into  your  target  fisheries?  2.  What  kind  of  gear  do  you  usually  use?  3.  When  do  you  start  to  encounter  juvenile  or  adult  sharks?  4.  What  species  do  you  encounter?  5.  Do  you  encounter  more  juvenile  or  adult  sharks?  6.  Do  you  find  juvenile  and  adult  sharks  in  different  locations  or  conditions?  7.  Are  there  specific  areas  or  conditions  you  avoid  because  of  shark  encounters?  8.  Under  what  conditions  do  you  see  or  hear  about  large  numbers  of  sharks  near  the  beach?  9.  Under  what  conditions  do  you  see  or  hear  about  large  numbers  of  sharks  in  deeper  waters?  10.  Under  what  conditions  do  you  see  or  hear  about  large  numbers  of  sharks  migrating  through  the  local  area?  11.  What  is  the  farthest  north/south/inshore/offshore  that  you  have  encountered  sharks?  12.  When  sharks  migrate  through  the  area,  do  they  associate  with  any  landmarks  such  as  the  beach,  shoals,  currents,  etc?   Part  3  –  Targeting  Sharks  1.  How  did  you  get  into  shark  fisheries?  2.  What  kind  of  gear  do  you  usually  use?  3.  What  species  do  you  normally  target  or  encounter?  4.  How  do  you  know  where  to  go  to  catch  sharks?  5.  Where  have  you  seen  large  numbers  of  juvenile  or  adult  sharks?  6.  When  do  you  see  large  numbers  of  juvenile  or  adult  sharks?  7.  State  “yes”  or  “no”  regarding  whether  the  following  environmental  factors  are  an  important  influence  on  the  likelihood  of  catching  or  encountering  sharks.  Feel  free  to  go  into  further  detail.    Factors:  depth,  water  temperature,  bottom  type,  wind  direction,  wave  height,  weather/front  systems,  climate  change,  salinity,  ocean  currents,  prey  availability  and  behavior,  tides.  8.  Are  there  certain  prey  species  that  sharks  follow  more  than  others?  9.  Under  what  conditions  do  you  see  sharks  close  to  the  beach?  10.  Under  what  conditions  do  you  see  sharks  in  deeper  water?  11.  Under  what  conditions  do  you  see  sharks  migrating  through  the  area?  12.  What  time  of  year  do  you  encounter  adult  or  juvenile  sharks  in  your  gear?  13.  What  is  the  farthest  north/south/inshore/offshore  you  have  fished  for  sharks?  14.  How  has  the  abundance  of  sharks  changed  over  your  years  of  fishing?  15.  Are  there  certain  areas  or  landmarks  you  regularly  fish  due  to  a  high  likelihood  of  catching  sharks?       200   Table  4-­‐2.  Example  responses  to  the  question  about  entering  fisheries  grouped  into  standardized  response  categories.   Question   Responses   Response  Category   How  did  you  get  into  your  target/shark  fishery?   “Taking  advantage  of  an  abundant  species.”    “Species  available  during  off-­‐season.”  “Encouraged  by  government  or  NMFS.”     Increased  Opportunity     “Taking  advantage  of  an  underutilized  species.”     Underutilized  Species     “Grew  up  fishing.”  “Moved  to  the  area.”  “Learned  to  fish  from  family  members.”     Social     “Market  prices.”  “Good  market  value  with  low  expenditure”  “Demand  from  clients.”     Market     “Experience  on  other  boats.”  “Trying  out  a  new  gear  type.”   Experience/Gear     201    Table  4-­‐3.  Common  names,  scientific  names,  and  local  common  names  for  shark  species  specifically  mentioned  by  interviewed  North  Carolina  fishermen.   Common  Name   Scientific  Name   Local  Common  Names  Atlantic  Sharpnose  Shark   Rhizoprionodon  terraenovae   White  Dotter,  Hot  Dog  Blacknose  Shark   Carcharhinus  acronotus    Blacktip  Shark   Carcharhinus  limbatus    Bonnethead  Shark   Sphyrna  tiburo    Bull  Shark   Carcharhinus  leucas    Dusky  Shark   Carcharhinus  obscurus    Finetooth  Shark   Carcharhinus  isodon    Hammerhead   Sphyrna  sp.    Lemon  Shark   Negaprion  brevirostris    Sand  Tiger  Shark   Carcharias  taurus   Garbage  Mouth  Sandbar  Shark   Carcharhinus  plumbeus   Biter,  Elbow  Biter  Shortfin  Mako   Isurus  oxyrinchus    Smooth  Dogfish   Mustelus  canis   Screw  Dog,  Mamie  Spinner  Shark   Carcharhinus  brevipinna    Spiny  Dogfish   Squalus  acanthias   Dog  Thresher  Shark   Alopias  vulpinus    Tiger  Shark   Galeocerdo  cuvier    White  Shark   Carcharodon  carcharias       202    Table  4-­‐4.  General  hypotheses  applied  to  all  coastal  shark  species  in  North  Carolina  compiled  from  similar  interview  responses  from  at  least  50  %  of  fishermen.   Hypothesis   %  Respondents   Review  Status   References  Increasing  shark  populations   100   Supported   Carlson  et  al.  (2012),  McCandless  et  al.  (2014),  Davidson  et  al.  (2016)    Migrations  follow  prey  availability   100   Plausible   Chapter  3,  Block  et  al.  (2011),  Kajiura  and  Tellman  (2016)  Importance  of  Menhaden  prey   62.5   Supported   Castro  (1996),  Bethea  et  al.  (2004),  Ellis  and  Musick  (2007),  Bangley  and  Rulifson  (2014)  Importance  of  temperature   87.5   Supported   Chapter  1,  Chapter  2,  Chapter  3,  Schlaff  et  al.  (2014)  Increase  in  size  with  depth   50   Plausible   Grubbs  et  al.  (2007),  Grubbs  (2010),  Guttridge  et  al.  (2012),  Heithaus  et  al.  (2002),  Roemer  et  al.  (2016)  Reduced  juvenile  abundance  with  depth   50   Supported   Heithaus  (2007),  Guttridge  et  al.  (2012),  Grubbs  (2010)     203    Table  4-­‐5.  Species-­‐specific  hypotheses  compiled  from  similar  interview  responses  from  at  least  50  %  of  fishermen  who  directly  referenced  the  particular  species.   Hypothesis   %  Respondents   Review  Status   References   Atlantic  Sharpnose  Shark        Temperature  range  15-­‐29  °C   100   Supported   Chapter  1,  Chapter  2,  Chapter  3,  Ulrich  et  al.  (2007)  Prey  upon  Menhaden   50   Plausible   Bethea  et  al.  (2004,  2006)  Prefer  higher  salinity   50   Supported   Chapter  2,  Abel  et  al.  (2007)  Adults  present  earlier  in  spring  than  juveniles   50   Supported   Chapter  3,  Ulrich  et  al.  (2007)  Arrive  earlier  in  year  than  other  coastal  sharks   50   Supported   Chapter  2,  Chapter  3,  Ulrich  et  al.  (2007)   Blacktip  Shark        Occur  at  shallow  depths   50   Supported   Chapter  2,  Chapter  3,  Grabowski  et  al.  (2005)  Temperature  range  15-­‐29  °C   50   Supported   Chapter  2,  Chapter  3,  Ulrich  et  al.  (2007)  Prefer  higher  salinity   50   Supported   Chapter  2,  Froeschke  et  al.  (2010)  Prey  on  Menhaden   66.7   Supported   Castro  (1996),  Bethea  et  al.  (2004)  Present  May-­‐October   83.3   Supported   Chapter  2,  Chapter  3,  Ulrich  et  al.  (2007)  Follow  shrimp  trawl  activity   50   Supported   Castro  (1996)   Bonnethead  Shark        Occur  within  estuaries   66.7   Supported   Chapter  2,  Chapter  3,  Castro  (1993),  Heupel  et  al.  (2006)   Bull  Shark        Occur  within  estuaries   100   Supported   Chapter  2,  Chapter  3,  Curtis  et  al.  (2011),  Schwartz  (2012)   Dusky  Shark        Prey  on  hooked  fish   50   Plausible   Raby  et  al.  (2014)  Juveniles  closer  to  shore   50   Plausible   Chapter  1,  Jensen  and  Hopkins  (2001),  Carlson  and  Gulak  (2012),  Hoffmayer  et  al.  (2014)  Juveniles  overwinter  near  Cape  Hatteras   50   Supported   Chapter  1,  Jensen  and  Hopkins  (2001),  Jensen  et  al.  (2002)   Hammerheads        Aggregate  near  temperature  changes  (11-­‐24  °C)   50   Plausible   Hoffmayer  et  al.  (2013),  Ketchum  et  al.  (2014)  Occur  close  to  shore  during  winter   50   Supported   Chapter  1,  Jensen  and  Hopkins  (2001)   Sand  Tiger  Shark        Prey  on  Menhaden   66.7   Supported   Gelsleichter  et  al.  (1999)   Sandbar  Shark         204   Juveniles  closer  to  shore   60   Supported   Chapter  1,  Grubbs  et  al.  (2007),  Grubbs  (2010)  Adult  depth  range  18-­‐64  m   60   Plausible   Grubbs  et  al.  (2007,  Grubbs  (2010)  Juveniles  at  lower  temperatures   60   Plausible   Grubbs  (2010)  Juveniles  overwinter  near  Cape  Hatteras   100   Supported   Chapter  1,  Merson  and  Pratt,  Jr.  (2001),  Grubbs  et  al.  (2007),  Conrath  and  Musick  (2008)  Prey  on  Menhaden   60   Supported   Ellis  and  Musick  (2007)   Smooth  Dogfish        Aggregations  of  juveniles  in  spring   50   Supported   Chapter  2,  Castro  (1993),  Rountree  and  Able  (1996),  Schwartz  (2000),  Jensen  et  al.  (2002)  Juveniles  closer  to  shore   75   Supported   Castro  (1993),  Rountree  and  Able  (1996),  Schwartz  (2000)  Pregnant  females  present  in  fall   50   Supported   Chapter  1,  Jensen  and  Hopkins  (2001)   Spinner  Shark        Prey  on  Menhaden   80   Plausible   Bethea  et  al.  (2004)  Present  May-­‐November   60   Supported   Jensen  et  al.  (2002)   Spiny  Dogfish        Prefer  cooler  temperatures  than  other  species   60   Supported   Chapter  1,  Chapter  2,  Ulrich  et  al.  (2007)  Occur  within  estuaries   80   Supported   Chapter  2,  Chapter  3,  Bangley  and  Rulifson  (2014a)   Tiger  Shark        Temperature  range  15-­‐29  °C   50   Plausible   Gudger  (1948),  Jensen  et  al.  (2002)  Prefer  higher  salinity   50   Supported   Hueter  and  Tyminski  (2007),  Ulrich  et  al.  (2007)  Occur  over  live  bottom  structure   50   Plausible   Gudger  (1948),  Meyer  et  al.  (2010),  Werry  et  al.  (2014)   205     Figures    Figure  4-­‐1.    Home  ports  and  fishing  areas  between  Beaufort  Inlet  and  the  northern  Outer  Banks  identified  by  interviewed  fishermen.     206        Figure  4-­‐2.  Responses  from  interviewed  fishermen  to  questions  related  to  fishery  participation:  A.  reason  for  entering  fishery,  B.  typically-­‐used  gear,  C.  non-­‐shark  target  species,  and  D.  fishing  areas.  Percentage  of  responses  may  add  to  greater  than  100  %  due  to  multiple  different  responses  from  the  same  fisherman.     207    Figure  4-­‐3.  Species  mentioned  by  interviewed  fishermen  in  the  context  of  A.  active  fishery  targets,  B.  incidentally-­‐encountered  species,  and  C.  both  targeted  and  encountered  species  combined.  Only  fishermen  participating  in  shark  fisheries  counted  towards  percentages  in  A.     208    Figure  4-­‐4.  Responses  from  interviewed  fishermen  regarding  A.  environmental  factors  affecting  shark  presence  or  abundance  and  B.  prey  species  or  food  sources  associated  with  shark  presence  or  abundance.           Conclusions  Review  and  Management  Implications  of  Coastal  Shark  Habitat  Use  Patterns  in  North  Carolina  Waters       The  preceding  chapters  represent  a  multi-­‐year  effort  to  identify  and  delineate  coastal  shark  habitat  in  North  Carolina  waters.    This  effort  involved  both  fishery-­‐dependent  and  -­‐independent  surveys  and  encompassed  both  estuarine  and  nearshore  coastal  waters.    A  variety  of  capture,  acoustic  telemetry,  geospatial,  and  anthropological  methods  were  used  in  order  to  document  the  widest  possible  array  of  species  and  environments.    Below  are  general  observations,  followed  by  species-­‐specific  profiles  compiling  data  from  all  parts  of  this  study.     General  Observations     Sampling  efforts  ultimately  focused  on  the  coastal  and  estuarine  waters  of  north/central  North  Carolina,  defined  as  the  area  from  Beaufort  Inlet  and  Cape  Lookout  to  Oregon  Inlet  and  the  northern  portion  of  Pamlico  Sound.    The  elasmobranch  assemblage  in  this  region  has  received  comparatively  little  attention  compared  to  the  lower  Chesapeake  Bay  (e.g.,  Grubbs  and  Musick  2007),  southeastern  North  Carolina  near  Cape  Fear  (Thorpe  et  al.  2004),  or  coastal  South  Carolina  (e.g.,  Ulrich  et  al.  2007).    Notable  exceptions  are  the  statewide  efforts  of  Jensen  et  al.  (2002)  and  the  long-­‐running  but  spatially  limited  University  of  North  Carolina  (UNC)  coastal  shark  survey  near  Cape  Lookout  (Schwartz  et  al.  2013).     210   Aside  from  the  UNC  survey,  fishery-­‐independent  gillnet  and  longline  surveys  conducted  by  the  North  Carolina  Division  of  Marine  Fisheries  (NCDMF)  in  Pamlico  Sound  (Paramore  2009,  2011)  are  the  only  sources  of  long-­‐term  catch  data  from  elasmobranchs  in  north/central  North  Carolina.  Due  to  the  position  of  Cape  Hatteras  and  Cape  Lookout  at  the  transition  between  major  marine  biogeographic  regions  (Hayden  et  al.  1984,  Fautin  et  al.  2010),  coastal  and  estuarine  North  Carolina  represents  a  unique  environment  where  cool-­‐temperate  and  subtropical  species  ranges  converge  (Love  and  Chase  2007).    All  surveys  in  my  study  found  evidence  that  this  is  true  among  the  local  assemblage  of  sharks.    Species  were  documented  during  winter  off  of  the  Outer  Banks,  particularly  in  the  vicinity  of  Cape  Hatteras,  that  are  typically  present  during  the  summer  even  in  areas  south  of  North  Carolina  (Chapters  1  and  4,  Grubbs  et  al.  2007,  Ulrich  et  al.  2007).    Estuarine  sampling  also  documented  species  considered  to  be  winter  migrants  lingering  long  into  the  spring  or  even  occurring  year-­‐round  (Chapters  2  and  3,  Bangley  and  Rulifson  2014).    The  results  of  this  study  suggest  that  the  biogeography  of  the  North  Carolina  coast  may  create  opportunities  for  unique  habitat  use  and  migratory  behaviors  among  local  coastal  shark  populations.  North  Carolina’s  position  at  the  confluence  of  the  Gulf  Stream  and  Labrador  Currents  (Roelofs  and  Bumpus  1953,  Hayden  et  al.  1984)  may  also  make  it  one  of  the  first  areas  to  show  evidence  of  species  shifts  in  response  to  large-­‐scale  climate  change  (Parker  and  Dixon  1998).    The  presence  and  abundance  of  many  of  the  shark  species  documented  in  this  study  were  driven  by  spatially  variable  features  like  temperature,  salinity,  and  high  primary  productivity  (Chapters  1-­‐4,  Grubbs  and   211   Musick  2007,  Froeschke  et  al.  2010,  Block  et  al.  2011,  Queiroz  et  al.  2016).    Climate  change  can  lead  to  perturbations  in  the  extent  and  availability  of  these  habitat  features,  which  can  in  turn  lead  to  changes  in  the  distribution  of  highly  migratory  species  such  as  sharks  (Hazen  et  al.  2012,  Pinsky  et  al.  2013).    A  vulnerability  assessment  predicted  relatively  neutral  effects  of  climate  change  on  the  distribution  and  population  of  highly  mobile  shark  species  in  the  Northwest  Atlantic  Ocean  (Hare  et  al.  2016)  but  long-­‐term  data  sets  in  the  North  Sea  show  evidence  of  climate-­‐driven  distribution  shifts  among  demersal  shark  and  skate  species  in  that  region  (Sguotti  et  al.  2016).    In  my  study,  habitat  areas  delineated  by  temperature  and  primary  productivity  revealed  that  some  shark  species  in  North  Carolina  are  confined  to  small  habitat  ranges  during  certain  times  of  the  year  (Chapter  1)  or  may  be  utilizing  habitat  areas  that  have  only  recently  become  accessible  due  to  temperature  changes  (Chapter  2,  Bangley  et  al.  in  review).    Identification  of  spatially-­‐variable  environmental  factors  defining  habitat  will  allow  researchers  and  fishery  managers  to  better  predict  potential  shifts  in  distribution  or  loss  of  habitat  due  to  climate  change.  Evidence  for  fidelity  to  certain  habitat  types  was  also  found  during  this  study.    Shark  distribution  in  relation  to  seagrass  habitat  was  directly  assessed  during  surveys  within  estuarine  waters  (Chapters  2  and  3)  and  fine-­‐scale  acoustic  telemetry  revealed  a  possible  association  with  oyster  reefs  by  an  apex  predator  species  (Chapter  3).    In  coastal  waters,  local  ecological  knowledge  provided  evidence  for  shallow  shoals  and  live  bottom  reef  habitats  to  migratory  coastal  sharks  (Chapter  4).    Some  shark  species  are  known  to  return  to  the  same  individual   212   foraging  or  nursery  habitats  on  a  regular  basis  during  their  long-­‐distance  migrations  (Hueter  et  al.  2005,  Chapman  et  al.  2015)  and  may  show  site  fidelity  to  specific  habitat  features  such  as  reefs  (Meyer  et  al.  2010).    Declines  in  seagrass  and  oyster  reef  habitats  (Waycott  et  al.  2009,  Beck  et  al.  2011)  may  have  distribution  and  ultimately  population  effects  on  sharks  that  depend  on  these  habitats,  and  the  potential  for  damage  to  oceanic  habitats  should  be  a  consideration  for  coastal  and  offshore  energy  development  (Crowder  and  Norse  2008).    Conversely,  ecosystem  interactions  involving  sharks  may  serve  to  structure  and  maintain  certain  habitats  (Burkholder  et  al.  2013,  Heithaus  et  al.  2014).  Interspecific  interactions  may  also  factor  into  shark  habitat  use  patterns  in  North  Carolina  waters,  but  were  only  indirectly  assessed  in  this  study.    Habitat  use  by  juvenile  or  small  coastal  shark  species  is  thought  to  be  driven  by  a  combination  of  accessibility  to  prey  and  refuge  from  predators  or  competitors  (Heithaus  2007,  Heithaus  and  Vaudo  2012).    The  trophic  role  of  sharks  in  an  ecosystem  may  change  with  body  size,  with  only  the  largest  individuals  or  species  functioning  as  true  apex  predators  (Heupel  et  al.  2014).    Local  fishermen  assumed  that  migratory  presence  of  coastal  sharks  in  North  Carolina  waters  was  driven  primarily  by  migrations  of  prey  species  (Chapter  4).    It  is  difficult  to  determine  whether  associations  between  marine  predators  and  prey  are  intentional  or  coincidental,  but  mass  migrations  of  some  species  coincide  with  the  spawning  seasons  of  their  primary  prey  (Kajiura  and  Tellman  2016)  and  the  presence  of  some  species  in  Back  Sound  overlapped  the  timing  of  the  spawning  season  of  potential  prey  species  (Chapter  3,  Luczkovich  et  al.  2008).    Catch  data  from  estuarine  surveys  also  suggested  habitat  selection  by  some   213   species  as  a  way  to  avoid  overlap  with  other  juvenile  sharks  that  may  serve  as  potential  competitors  (Chapters  2  and  3,  Heupel  and  Simpfendorfer  2011).    Associations  between  sharks  and  other  species  may  lead  to  interactions  with  fisheries  (Chapter  4)  and  can  have  significant  local  impacts  on  the  abundance  (Beamish  et  al.  1992,  Lacroix  and  Fleming  2014)  and  behavior  (Dill  et  al.  2003)  of  prey  species.    Comparisons  between  locations  and  spatial  extent  of  shark  and  prey,  predator,  or  competitor  species  habitat  can  be  used  to  assess  the  potential  impact  of  these  interactions.  Whether  directly  targeted  or  encountered  in  the  process  of  fishing  for  other  species,  sharks  may  have  a  strong  influence  over  North  Carolina’s  marine  fisheries.    North  Carolina  is  one  of  the  top  five  states  in  terms  of  shark  fishery  landings  (NMFS  2012).    From  January  1st  through  July  31st,  most  of  the  state’s  waters  fall  within  the  Mid-­‐Atlantic  shark  closed  area  (NMFS  2003),  which  prohibits  bottom  longline  gear  to  protect  juvenile  Sandbar  Sharks  (Carcharhinus  plumbeus)  and  Dusky  Sharks  (Carcharhinus  obscurus).    Fishermen  also  report  an  abundance  of  Hammerheads  (Sphyrna  sp.,  likely  Scalloped  Hammerhead  Sphyrna  lewini),  particularly  during  winter  months  (Chapters  1  and  4).    Since  2013  Hammerheads  have  been  managed  under  low  quotas  linked  to  the  large  coastal  shark  fishery  quotas,  which  causes  the  large  coastal  shark  fishery  to  close  when  the  Hammerhead  quota  has  been  reached  (NMFS  2013).    This  makes  large  Hammerheads  a  so-­‐called  “choke  species”  in  the  large  coastal  shark  fishery,  and  high  interaction  rates  can  limit  opportunities  in  this  fishery.    Fishermen  also  reported  lost  catches  to  depredation  by  sharks,  with  some  species  described  as  a  nuisance  to  charter  fisheries  (Chapter  4).    The  habitat  areas   214   delineated  by  this  study  may  allow  fishermen  to  better  avoid  prohibited  or  nuisance  species  while  more  efficiently  targeting  other  shark  or  teleost  species.    Habitat  delineation  may  have  other  implications  for  shark  fishery  management,  such  as  defining  the  true  extent  of  essential  habitat  within  the  Mid-­‐Atlantic  shark  closed  area  (Chapter  1).     Species  Profiles    Atlantic  Sharpnose  Shark  –  Rhizopronodon  terraenovae     Atlantic  Sharpnose  Sharks  (Rhizoprionodon  terraenovae)  were  documented  during  all  coastal  nearshore  and  estuarine  surveys  (Chapters  1-­‐3)  and  among  the  species  most  often  referenced  by  fishermen  (Chapter  4).    Individuals  captured  in  nearshore  waters  were  mature  adults  of  both  sexes  (Chapter  1)  and  in  estuarine  waters  adult  males  were  primarily  captured  in  mid-­‐spring  (April-­‐May,)  preceding  the  presence  of  neonate  and  young-­‐of-­‐year  juveniles  in  mid-­‐late  May  (Chapters  2  and  3).    These  patterns  of  coastal  nearshore  and  estuarine  habitat  use  are  consistent  with  observations  of  this  species  in  South  Carolina  (Ulrich  et  al.  2007)  and  Florida  Gulf  coast  waters  (Carlson  et  al.  2008).    However,  an  adult  female  was  captured  and  gave  birth  to  fully-­‐formed  pups  within  Beaufort  Inlet  in  Back  Sound  (Chapter  3),  which  contradicts  the  observation  made  by  Ulrich  et  al.  (2007)  that  parturition  occurs  in  nearshore  environments,  after  which  juvenile  Atlantic  Sharpnose  Sharks  enter  estuaries.    Estuarine  habitat  was  limited  by  salinity  and  distance  from  the  nearest  inlet  in  Pamlico  Sound  (Chapter  2)  but  significant  habitat  preferences  could   215   not  be  defined  for  the  species  in  Back  Sound,  a  higher-­‐salinity  estuary  (Chapter  3).    Spatiotemporal  overlap  was  high  between  Atlantic  Sharpnose  Sharks  and  potential  predators  including  larger  juvenile  Blacktip  Sharks  (Carcharhinus  limbatus)  (Chapters  2  and  3,  Castro  (1996).    A  similar  lack  of  refuging  behavior  was  found  in  the  northern  Gulf  of  Mexico  by  Carlson  et  al.  (2008).    This  behavior  coupled  with  a  higher  fecundity  and  growth  rate  relative  to  other  shark  species  (Loefer  and  Sedberry  2003)  suggest  that  Atlantic  Sharpnose  Shark  habitat  selection  may  prioritize  foraging  opportunities  fueling  rapid  growth  over  protection  from  predators.    Blacknose  Shark  –  Carcharhinus  acronotus     Blacknose  Sharks  (Carcharhinus  acronotus)  were  among  the  most  common  sharks  in  Back  Sound  (Chapter  3),  but  were  absent  in  NCDMF  surveys  of  Pamlico  Sound  (Chapter  2)  and  were  not  often  mentioned  by  fishermen  with  home  ports  north  of  Core  Sound  (Chapter  4).    This  species  is  likely  only  an  uncommon  catch  north  of  Cape  Lookout  and  a  rare  transient  north  of  Cape  Hatteras  (Schwartz  2003,  Castro  2011)  but  can  be  highly  abundant  in  the  vicinity  of  Cape  Lookout  (Schwartz  1984).    Blacknose  sharks  were  exclusively  captured  in  close  proximity  to  inlets  in  Back  and  lower  Core  Sounds  (Chapter  3),  which  is  consistent  with  their  distribution  in  nearshore  and  estuarine  South  Carolina  (Ulrich  et  al.  2007).    Evidence  was  found  for  potential  spatial  resource  partitioning  between  Blacknose  Sharks  and  similarly-­‐sized  juvenile  Blacktip  Sharks  in  Back  and  Core  Sounds,  with  Blacktip  Sharks  occurring  farther  from  inlets  (Chapter  3).    Both  Blacknose  and  Blacktip  Sharks  are   216   ecologically  similar  (Castro  1996,  Ford  2012)  and  spatial  resource  partitioning  may  mitigate  competition  between  these  species.    Blacknose  Sharks  also  appeared  to  be  more  nocturnal  than  other  elasmobranchs  occurring  within  Back  and  Core  Sounds  (Chapter  3).    Blacktip  Shark  –  Carcharhinus  limbatus     Blacktip  Sharks  were  among  the  most  common  shark  species  in  Pamlico  Sound  and  the  Back/Core  Sound  system  during  the  summer  (Chapters  2  and  3).    This  species  was  also  one  of  the  two  shark  species  most  often  mentioned  by  interviewed  fishermen  (Chapter  4).    Blacktip  Sharks  are  one  of  the  primary  target  species  in  the  commercial  large  coastal  shark  fishery  and  are  also  specifically  targeted  by  recreational  catch-­‐and-­‐release  anglers  (Chapter  4,  NMFS  2015),  giving  them  a  greater  cultural  importance  than  other  species  in  the  North  Carolina  shark  fishing  community.    Blacktip  Shark  presence  in  estuarine  waters  coincided  with  the  warmest  temperatures  (Chapters  2  and  3),  and  the  first  individual  captured  in  2015  sampling  in  Back  Sound  was  caught  two  weeks  prior  to  when  the  first  individual  was  captured  in  2014  (Chapter  3).    This  suggests  that  temperature  cues  Blacktip  Shark  presence  in  North  Carolina  waters  more  than  other  potential  cues  such  as  day  length.    Potential  habitat  for  this  species  was  constrained  by  salinity  in  Pamlico  Sound  (Chapter  2)  but  not  in  Back  and  Core  Sounds  (Chapter  3).    Blacktip  Shark  habitat  in  other  nearshore  or  estuarine  habitats  is  strongly  associated  with  salinity  or  distance  from  the  nearest  inlet  (Froeschke  et  al.  2010,  Ward-­‐Paige  et  al.  2014).    The  generally  high  salinity  within  Back  and  Core  Sounds  may  have  allowed  juvenile   217   Blacktip  Sharks  to  penetrate  farther  into  the  estuary  and  may  have  also  facilitated  spatial  habitat  partitioning  between  this  species  and  Blacknose  Sharks  based  on  inlet  distance  (Chapter  3).    A  Blacktip  Shark  was  captured  in  the  process  of  feeding  on  a  hooked  juvenile  Atlantic  Sharpnose  Shark  (Chapter  3)  and  smaller  elasmobranchs  including  batoids  and  juvenile  Bonnethead  Sharks  (Sphyrna  tiburo)  have  been  found  in  the  stomach  contents  of  this  species  (Castro  1996),  suggesting  that  juvenile  Blacktip  Sharks  may  be  a  predatory  threat  to  other  high  trophic-­‐level  species  sharing  their  estuarine  habitat  (Shaw  et  al.  2016).    Bonnethead  Shark  –  Sphyrna  tiburo     Bonnethead  Sharks  were  expected  to  be  more  common  in  this  study,  but  only  limited  catches  were  recorded  exclusively  in  gillnet  sets  in  Pamlico  Sound  (Chapter  2)  and  Back  and  Core  Sounds  (Chapter  3).    The  catches  that  were  recorded  were  among  the  closest  proximity  to  seagrass  beds,  which  is  consistent  with  habitat  use  patterns  noted  in  estuaries  on  the  Gulf  coast  of  Florida  (Heupel  et  al.  2006).    Bonnethead  Sharks  feed  almost  exclusively  on  benthic  crustaceans  such  as  crabs  and  shrimp  (Bethea  et  al.  2011),  which  may  significantly  limit  their  catchability  using  longline,  drumline,  or  rod  and  reel  gear  baited  with  fish  (Ulrich  et  al.  2007).    Bonnethead  Sharks  were  also  captured  at  relatively  high  temperatures,  and  their  presence  may  be  dependent  on  certain  high  temperature  thresholds.    Bonnetheads  are  among  the  most  common  species  in  North  Carolina  nearshore  waters  south  of  Cape  Fear  (Thorpe  et  al.  2004)  and  in  estuarine  South  Carolina  waters  (Ulrich  et  al.  2007).   218    Bull  Shark  –  Carcharhinus  leucas     Bull  Sharks  were  the  largest  species  directly  encountered  in  estuarine  surveys  during  this  study  (Chapters  2  and  3)  and  sampling  in  Pamlico  and  Back  Sounds  provided  opportunities  to  identify  habitat  for  both  juveniles  and  adults.    Juvenile  Bull  Sharks  captured  in  NCDMF  surveys  fell  within  neonate,  young-­‐of-­‐year,  and  older  juvenile  size  ranges,  with  two  larger  subadults  captured  in  southeastern  Pamlico  Sound  (Chapter  2).    The  majority  of  juvenile  Bull  Sharks  were  captured  in  a  discrete  area  along  the  northwestern  shore  of  Pamlico  Sound,  and  habitat  was  characterized  by  mid-­‐range  salinity,  warm  temperature,  and  high  inlet  distance  (Chapter  2).    Potential  Bull  Shark  habitat  delineated  within  Pamlico  Sound  was  mostly  beyond  the  inlet  distances  of  the  other  shark  species  (Chapter  2).    Bull  Sharks  are  more  tolerant  of  lower  salinities  than  other  shark  species  and  can  enter  fresh  water,  which  allows  juveniles  to  select  habitats  unavailable  to  other  elasmobranchs  (Heupel  and  Simpfendorfer  2011).    Bull  Shark  nursery  habitats  have  more  specific  features  than  other  coastal  shark  nurseries,  and  are  typically  located  in  upper  estuarine  areas  with  high  freshwater  inflow  and  limited  access  to  the  ocean  (Hueter  and  Tyminski  2007,  Curtis  et  al.  2011,  Drymon  et  al.  2014).    Potential  Bull  Shark  habitat  delineated  within  Pamlico  Sound  was  mostly  beyond  the  inlet  distances  of  the  other  shark  species  (Chapter  2).    Interestingly,  juvenile  Bull  Sharks  were  rarely  caught  in  Pamlico  Sound  prior  to  2011  (Chapter  2,  Schwartz  2012),  and  the  newly-­‐consistent  presence  of  this  species  in  the  estuary  may  be  related  to   219   increasing  water  temperatures  during  the  late  spring,  making  this  a  potential  model  species  for  climate-­‐driven  distribution  shifts  (Bangley  et  al.  in  review).     Two  adult  male  Bull  Sharks  were  documented  in  Back  Sound.    A  2.5  m  total  length  individual  was  captured  by  drumline  in  the  vicinity  of  Radio  Island  in  July  2015  and  another  large  individual  carrying  an  acoustic  transmitter  was  detected  repeatedly  on  receivers  deployed  in  the  Middle  Marsh  array  during  the  following  October  (Chapter  3).    Most  tag  detections  occurred  during  nighttime  hours  on  receivers  placed  at  oyster  reef  habitats  (Chapter  3).    Though  it  is  impossible  to  draw  definitive  conclusions  from  two  individuals,  the  presence  of  large  mature  Bull  Sharks  is  confirmed  in  North  Carolina  estuarine  waters,  where  they  likely  function  as  apex  predators.    Dusky  Shark  –  Carcharhinus  obscurus     Like  Sandbar  Sharks,  Dusky  Shark  juveniles  overwinter  in  North  Carolina  nearshore  waters  (Jensen  and  Hopkins  2001,  Jensen  et  al.  2002).    Three  juveniles  were  captured  in  February  and  November  during  tagging  efforts  off  of  Cape  Hatteras  and  two  were  acoustically  tagged,  though  none  were  subsequently  detected  (Chapter  1).    This  species  is  commonly  referenced  by  local  fishermen  and  is  implicated  in  attacking  hooked  fish  during  commercial  longlining  and  charter  fishing  (Chapter  4).    Differences  between  adult  and  juvenile  habitat  could  not  be  assessed  by  this  study  but  limited  satellite  telemetry  results  show  that  adult  Dusky  Sharks  tend  to  follow  the  outer  edge  of  the  continental  shelf  (Carlson  and  Gulak  2012,  Hoffmayer  et  al.  2014).    This  is  one  of  the  species  protected  by  the  Mid-­‐ 220   Atlantic  shark  closed  area  (NMFS  2003)  and  a  better  understanding  of  juvenile  habitat  use  patterns  could  have  a  considerable  impact  on  fishing  opportunities  for  North  Carolina  fishermen.    Finetooth  Shark  –  Carcharhinus  isodon     The  Finetooth  Shark  (Carcarhinus  isodon)  was  sporadically  captured  in  NCDMF  surveys  in  Pamlico  Sound  (Chapter  2)  and  a  single  individual  carrying  an  acoustic  transmitter  was  detected  by  receivers  placed  at  seagrass  and  shallow  sand  flat  habitats  in  Back  Sound  (Chapter  3).    This  species  is  considered  a  sporadic  visitor  to  North  Carolina  waters  (Schwartz  2003)  but  becomes  more  common  south  of  Cape  Fear  (Thorpe  et  al.  2004,  Ulrich  et  al.  2007).    Lemon  Shark  –  Negaprion  brevirostris     No  Lemon  Sharks  (Negaprion  brevirostris)  were  captured  in  estuarine  or  nearshore  surveys,  but  large  adults  were  mentioned  being  occasionally  captured  in  estuarine  waters  by  interviewed  fishermen  (Chapter  4).    This  species  is  considered  a  rare  visitor  to  North  Carolina  waters  (Schwartz  2003,  Castro  2011).    Sand  Tiger  Shark  –  Carcharias  taurus     A  pair  of  juvenile  Sand  Tiger  Sharks  (Carcharhias  taurus)  was  captured  during  NCDMF  sampling  in  Pamlico  Sound  (Chapter  2)  and  the  species  was  mentioned  as  an  incidentally-­‐encountered  species  by  interviewed  fishermen  (Chapter  4).    Sand  Tiger  Sharks  carrying  acoustic  transmitters  were  one  of  the  most   221   abundant  and  consistently-­‐detected  species  recorded  by  an  acoustic  array  maintained  off  of  Hatteras  Village,  where  the  species  was  detected  year  round  but  abundance  peaked  during  migratory  periods  in  the  spring  and  fall  (Rulifson  et  al.  in  prep).    Sand  Tiger  Sharks  overwinter  in  North  and  South  Carolina  waters  and  migrate  through  the  Cape  Hatteras  area  in  large  numbers  (Kneebone  et  al.  2014).    Sandbar  Shark  –  Carcharhinus  plumbeus     The  Sandbar  Shark  is  likely  one  of  the  most  ecologically  and  culturally  significant  shark  species  in  North  Carolina  waters.    Nearshore  winter  sampling  (Chapter  1),  year-­‐round  sampling  in  Pamlico  Sound  by  NCDMF  (Chapter  2),  and  April-­‐November  sampling  in  Back  and  Core  Sounds  (Chapter  3)  all  documented  Sandbar  Sharks.    Combined  data  suggest  that  this  species  is  present  in  North  Carolina  waters  year-­‐round.    Interviewed  fishermen  referenced  the  Sandbar  Shark  more  often  than  any  other  species  except  the  Blacktip  Shark,  and  reported  very  specific  habitat  characteristics  for  this  species  (Chapter  4).    Habitat  delineation  based  on  temperature  and  primary  productivity  at  tag  detection  locations  predicted  an  extremely  narrow  area  of  winter  habitat  surrounding  Cape  Hatteras  and  the  northern  half  of  Raleigh  Bay,  providing  a  potential  explanation  for  the  high  concentrations  of  juveniles  observed  in  this  area  (Chapter  1,  Jensen  and  Hopkins  2001,  Merson  and  Pratt,  Jr.  2001,  Grubbs  et  al.  2007,  Conrath  and  Musick  2008).    Though  no  tagged  Sandbar  Sharks  were  detected  by  acoustic  receivers  deployed  at  Cape  Hatteras  between  mid-­‐April  and  late  September,  catches  in  Pamlico  and  Back  Sounds  (Chapters  2  and  3)  provide  evidence  for  limited  resident  or  summer  nursery   222   habitat  in  North  Carolina  waters.    Sandbar  Shark  habitat  was  limited  by  salinity  and  inlet  distance  in  Pamlico  Sound  (Chapter  2)  but  individuals  were  captured  at  sites  relatively  far  up  the  estuary  in  Back  Sound  (Chapter  3),  suggesting  that  Sandbar  Sharks  are  able  to  penetrate  far  into  an  estuary  if  not  limited  by  salinity.         Landing  Sandbar  Sharks  is  prohibited  in  United  States  waters  except  for  fishermen  participating  in  a  limited-­‐access  research  fishery  for  the  species,  and  the  Mid-­‐Atlantic  shark  closed  area  was  put  in  place  to  protect  juveniles  of  this  species  (NMFS  2003,  2007).    Despite  historical  population  declines,  juvenile  Sandbar  Sharks  can  be  extremely  abundant  near  Cape  Hatteras  during  winter  (Chapters  1  and  4).    Avoidance  of  juvenile  Sandbar  Shark  aggregations  is  key  to  successful  fishing  near  Cape  Hatteras  (Chapter  4).    Juvenile  Sandbar  Shark  habitat  appears  to  only  encompass  the  nearshore,  northern  portions  of  the  Mid-­‐Atlantic  shark  closed  area  (Chapter  1),  which  corroborates  the  observations  of  fishermen  (Chapter  4).    Further  research  including  a  broader  size  range  of  Sandbar  Sharks  should  be  conducted  to  identify  the  most  important  areas  needed  to  protect  juveniles  while  still  allowing  opportunities  for  fishing  activity.    Scalloped  Hammerhead  Shark  –  Sphyrna  lewini     A  single  mature  male  Scalloped  Hammerhead  Shark  was  captured  during  winter  sampling  off  of  Cape  Hatteras  (Chapter  1)  and  a  juvenile  was  caught  during  NCDMF  gillnet  sampling  in  Pamlico  Sound  (Chapter  2).    Overwintering  behavior  by  aggregations  of  Scalloped  Hammerheads  was  observed  by  local  fishermen  (Chapter  4),  but  is  not  well-­‐documented  by  fishery-­‐independent  surveys.    Scalloped   223   Hammerheads  are  among  the  most  severely  depleted  shark  species  (Hayes  et  al.  2009,  Baum  and  Blanchard  2010).    As  such,  they  have  been  discussed  for  listing  under  the  U.S.  Endangered  Species  Act  (Miller  et  al.  2013).    Currently  Scalloped  Hammerheads  and  other  large  Hammerhead  species  are  managed  under  a  low  quota  linked  to  the  large  coastal  shark  fishery,  and  reaching  the  Hammerhead  quota  closes  the  entire  large  coastal  shark  fishery  in  an  effort  to  avoid  further  bycatch  mortality  (NMFS  2013).    Therefore  fishermen  are  incentivized  to  avoid  interactions  with  Scalloped  Hammerheads,  and  further  attempts  to  identify  habitat  for  this  species  will  likely  be  of  assistance  in  that  goal.    Shortfin  Mako  –  Isurus  oxyrinchus     The  Shortfin  Mako  (Isurus  oxyrinchus)  is  a  pelagic  species  mentioned  among  the  species  encountered  by  North  Carolina  fishermen  (Chapter  4).    Shortfin  Makos  are  encountered  while  fishing  for  Tuna  species  and  may  occur  closer  to  shore  during  periods  of  Gulf  Stream  encroachment  near  shore  (Schwartz  2003,  Castro  2011).    Smooth  Dogfish  –  Mustelus  canis     The  Smooth  Dogfish  (Mustelus  canis)  is  one  of  the  most  high-­‐volume  shark  fisheries  in  the  United  States  (NMFS  2015b)  and  is  commonly  targeted  by  North  Carolina  fishermen  (Chapter  4).    Adult,  possibly  pregnant  Smooth  Dogfish  were  captured  in  November  off  of  Cape  Hatteras  (Chapter  1).    Adults  and  juveniles  were  caught  during  all  seasons  in  NCDMF  sampling  within  Pamlico  Sound,  where  they  were  the  most  abundant  shark  species  (Chapter  2).    In  comparison  to  Pamlico   224   Sound,  Smooth  Dogfish  were  less  common  in  Back  and  Core  Sounds  (Chapter  3).    The  high  abundance  of  juveniles  and  the  fact  that  adult  and  juvenile  presence  coincides  with  the  timing  of  parturition  in  other  estuaries  (Rountree  and  Able  1996,  Conrath  and  Musick  2002)  provide  evidence  that  Pamlico  Sound  may  function  as  a  productive  primary  nursery  habitat  for  this  species.    Potential  Smooth  Dogfish  habitat  in  Pamlico  Sound  showed  high  spatial  overlap  with  known  seagrass  beds,  suggesting  that  seagrass  habitat  may  be  important  for  this  species  (Chapter  2).    Smooth  Dogfish  feed  primarily  on  crustacean  prey,  which  may  be  more  available  in  seagrass  habitat  (Rountree  and  Able  1996,  Gelsleichter  et  al.  1999).    The  large  spatial  extent  of  seagrasss  habitat  in  eastern  Pamlico  Sound  may  make  this  estuary  an  ideal  nursery  habitat  for  Smooth  Dogfish.    Though  juveniles  were  captured  in  Back  and  Core  Sounds  (Chapter  3)  and  nurseries  have  been  identified  as  far  south  as  Bulls  Bay,  South  Carolina  (Castro  1993),  Pamlico  Sound  likely  represents  the  southernmost  major  nursery  for  the  Smooth  Dogfish.      Spinner  Shark  –  Carcharhinus  brevipinna     Spinner  Sharks  were  referenced  by  half  of  the  interviewed  fishermen  (Chapter  4)  and  juveniles  were  a  rare  catch  in  NCDMF  surveys  in  Pamlico  Sound  (Chapter  2).    This  species  was  described  as  abundant  from  May  through  October  by  interviewed  fishermen  (Chapter  4)  but  it  appears  to  prefer  nearshore  habitat  over  estuarine  habitat  and  is  only  rarely  captured  within  estuaries  (Ulrich  et  al.  2007).    Large  numbers  of  neonates  have  been  caught  during  the  spring  and  summer  near  the  inlets  of  the  Outer  Banks  (Jensen  et  al.  2002)  and  may  be  more  abundant  than   225   Blacktip  Sharks  in  North  Carolina  waters  south  of  Cape  Fear  (Thorpe  et  al.  2004).    It  is  likely  that  if  nearshore  sampling  had  occurred  during  the  spring  or  summer  that  this  species  would  have  been  well-­‐represented  in  the  catch.    Spiny  Dogfish  –  Squalus  acanthias     The  Spiny  Dogfish  is  undoubtedly  the  most  abundant  shark  species  in  North  Carolina  waters  during  the  winter,  though  juvenile  Sandbar  Sharks  may  be  more  locally  abundant.    Spiny  Dogfish  were  captured  during  nearshore  winter  sampling  (Chapter  1),  occurred  in  large  numbers  during  the  winter  and  early  spring  in  Pamlico  Sound  (Chapter  2),  and  aggregations  were  encountered  in  Back  and  Core  Sounds  until  June  (Chapter  3).    As  expected,  Spiny  Dogfish  were  identified  as  a  targeted  and  commonly-­‐encountered  species  by  fishermen  (Chapter  4).    Nearly  all  Spiny  Dogfish  were  adult  females,  which  is  consistent  with  migratory  and  sexual  segregation  behavior  documented  for  the  species  (Stehlik  2007,  Sagarese  et  al.  2014).    One  unexpected  result  of  this  study  was  the  discovery  of  delayed  migration  or  possibly  resident  behavior  among  Spiny  Dogfish  in  Back  and  Core  Sounds,  which  persisted  in  the  system  long  after  date  and  temperature  thresholds  associated  with  northern  migrations  (Schwartz  2003,  Stehlik  2007,  Bangley  and  Rulifson  2014).    This  behavior  was  not  observed  among  Spiny  Dogfish  in  Pamlico  Sound  or  nearshore,  and  proves  that  there  is  still  much  to  be  learned  about  the  ecology  of  this  well-­‐studied  species.       226   Thresher  Shark  –  Alopias  vulpinus     Juvenile  Thresher  Sharks  (Alopia  vulpinus)  were  captured  during  winter  sampling  off  of  Cape  Hatteras  (Chapter  1)  and  were  listed  among  the  species  encountered  by  North  Carolina  fishermen  (Chapter  4).    Thresher  Sharks  captured  during  nearshore  sampling  were  found  in  low-­‐temperature  water  associated  with  catches  of  Spiny  Dogfish  and  Smooth  Dogfish  but  not  in  higher-­‐temperature  areas  where  Sandbar,  Dusky,  and  Atlantic  Sharpnose  Sharks  were  caught  (Chapter  1).    Thresher  Sharks  may  be  a  part  of  the  winter  shark  assemblage  in  North  Carolina  waters  and  may  select  nearshore  habitat  bounded  by  lower  temperatures.    Adult  Thresher  Sharks  are  typically  pelagic,  but  juveniles  have  been  documented  in  nearshore  North  Carolina  waters,  which  may  serve  as  a  nursery  habitat  for  this  species  (Jensen  and  Hopkins  2001,  Jensen  et  al.  2002,  Thorpe  et  al.  2004).    Tiger  Shark  –  Galeocerdo  cuvier     Tiger  Sharks  were  not  documented  during  nearshore  or  estuarine  sampling,  but  were  referenced  often  by  fishermen  (Chapter  4).    Based  on  their  observations,  Tiger  Sharks  are  locally  abundant  during  summer  months  over  live  bottom  and  other  nearshore  structured  habitats,  particularly  in  the  vicinity  of  Cape  Lookout.    Historically  this  species  has  been  recorded  at  Cape  Lookout,  where  it  was  thought  the  geography  of  the  barrier  islands  acted  as  a  “natural  fish  trap”  funneling  prey  species  and  ultimately  large  Tiger  Sharks  into  the  area  (Gudger  1948).    More  recently,  several  Tiger  Sharks  fitted  with  satellite  tags  near  Port  Royal  Sound,  South  Carolina  have  been  tracked  near  Cape  Lookout  and  the  associated  shoals,  and  in   227   2014  one  individual  appeared  to  remain  resident  there  for  most  of  the  summer  (OCEARCH  2016).    Tiger  Sharks  may  have  been  undersampled  by  this  study  due  to  a  lack  of  nearshore  sampling  during  summer.    White  Shark  –  Carcharodon  carcharias     The  White  Shark  (Carcharodon  carcharias)  was  among  the  species  encountered  by  North  Carolina  fishermen  (Chapter  4).    North  Carolina  is  known  to  be  part  of  the  overwintering  range  of  this  species  (Curtis  et  al.  2014)  and  several  individuals  carrying  acoustic  transmitters  were  detected  migrating  past  Cape  Hatteras  during  the  spring  and  fall  (Rulifson  et  al.  in  prep).    Many  of  the  white  sharks  tagged  with  satellite  transmitters  in  the  Northwest  Atlantic  Ocean  have  moved  through  or  maintained  short  resident  periods  within  North  Carolina  waters,  generally  in  association  with  the  shoals  off  of  Cape  Hatteras  and  Cape  Lookout,  and  two  sharks  have  been  tracked  apparently  entering  and  leaving  Pamlico  Sound  (OCEARCH  2016).    Batoids     Several  batoid  species  were  captured  during  sampling  in  Back  and  Core  Sounds,  of  which  Southern  Stingrays  (Dasyatis  americana)  and  Cownose  Rays  (Rhinoptera  bonasus)  were  the  most  common  (Chapter  3).    Rays  have  received  little  attention  in  ecosystem  surveys  in  North  Carolina  estuaries,  but  may  be  an  important  component  of  the  elasmobranch  community.    Cownose  Ray  habits  have  received  some  attention  due  to  their  part  in  a  suspected  trophic  cascade  that  may  have   228   contributed  to  low  scallop  fishery  catches  (Peterson  et  al.  2001,  Myers  et  al.  2007)  though  subsequent  analysis  found  little  support  for  these  trophic  relationships  (Bade  et  al.  2014,  Grubbs  et  al.  2016).    The  timing  of  Cownose  Ray  catches  in  Back  and  Core  Sounds  was  consistent  with  known  migratory  patterns  through  North  Carolina  estuaries  (Goodman  et  al.  2010).    Southern  Stingrays  showed  generalist  habitat  preferences  based  on  catch  data,  but  their  abundance  suggests  that  they  may  be  ecologically  important  in  this  estuarine  system  (Chapter  3).    Though  ecological  interactions  involving  Southern  Stingrays  have  not  received  as  much  attention  as  those  involving  sharks  or  Cownose  Rays,  the  feeding  behavior  of  this  species  can  affect  seagrass  growth  and  spatial  extent  through  bioturbation,  though  these  effects  may  vary  by  seagrass  species  (Valentine  et  al.  1994).    Southern  Stingrays  feed  on  large  numbers  of  crabs  and  shrimp  (Gilliam  and  Sullivan  1993),  but  any  potential  affects  on  economically-­‐important  crustacean  species  in  North  Carolina  have  not  been  assessed.    Batoids  make  up  an  important  component  of  the  North  Carolina  elasmobranch  assemblage  and  are  deserving  of  further  research.     Conclusion     This  study  provides  compiled  data  on  shark  habitat  use  patterns  in  North  Carolina  waters  from  several  sources,  and  should  be  used  as  a  baseline  for  future  studies  in  the  area.    All  surveys  combined  documented  a  total  of  18  shark  species  within  the  nearshore  and  estuarine  waters  of  North  Carolina.    For  some  species,  specific  habitat  features,  locations,  and  spatial  extents  were  identified  and   229   delineated,  and  this  information  should  be  used  in  future  coastal  development  and  fishery  management  decisions  affecting  these  areas.    The  results  of  this  study  show  that  areas  within  North  Carolina’s  coastal  and  estuarine  waters  are  critical  habitat  for  species  of  both  economic  interest  and  conservation  concern,  and  illuminated  the  important  roles  sharks  play  in  the  fisheries  of  this  highly  productive  ecosystem.    However,  there  is  still  likely  much  to  be  learned.    It  is  my  hope  that  further  efforts  to  define  shark  habitat  and  habitat  use  behavior  in  an  ecosystem  context  will  illuminate  the  ecosystem  role  and  cultural  importance  of  these  species.     References    Bade,  L.  M.,  C.  N.  Balakrishnan,  E.  M.  Pilgrim,  S.  B.  McRae,  and  J.  J.  Luczkovich.  2014.  A  genetic  technique  to  identify  the  diet  of  Cownose  Rays,  Rhinoptera  bonasus:  analysis  of  shellfish  prey  items  from  North  Carolina  and  Virginia.  Environmental  Biology  of  Fishes  97:999–1012.  Bangley,  C.,  and  R.  Rulifson.  2014.  Observations  on  Spiny  Dogfish  (Squalus   acanthias)  captured  in  late  spring  in  a  North  Carolina  estuary.  F1000Research  3:189.  Bangley,  C.  W.,  L.  Paramore,  D.  S.  Shiffman,  and  R.  A.  Rulifson.  In  Review.  Potential  temperature-­‐driven  nursery  range  expansion  in  a  marine  apex  predator.  Ecosphere.  Baum,  J.  K.,  and  W.  Blanchard.  2010.  Inferring  shark  population  trends  from  generalized  linear  mixed  models  of  pelagic  longline  catch  and  effort  data.   230   Fisheries  Research  102:229–239.  Beamish,  R.  J.,  B.  L.  Thomson,  and  G.  a.  McFarlane.  1992.  Spiny  Dogfish  predation  on  Chinook  and  Coho  Salmon  and  the  potential  effects  on  hatchery-­‐produced  salmon.  Transactions  of  the  American  Fisheries  Society  121:444–455.  Beck,  M.  W.,  R.  D.  Brumbaugh,  L.  Airoldi,  A.  Carranza,  L.  D.  Coen,  C.  Crawford,  O.  Defeo,  G.  J.  Edgar,  B.  Hancock,  M.  C.  Kay,  H.  S.  Lenihan,  M.  W.  Luckenbach,  C.  L.  Toropova,  G.  Zhang,  and  X.  Guo.  2011.  Oyster  reefs  at  risk  and  recommendations  for  conservation,  restoration,  and  management.  BioScience  61:107–116.  Bethea,  D.  M.,  J.  K.  Carlson,  L.  D.  Hollensead,  Y.  P.  Papastamatiou,  and  B.  S.  Graham.  2011.  A  comparison  of  the  foraging  ecology  and  bioenergetics  of  the  early  life-­‐stages  of  two  sympatric  Hammerhead  Sharks.  Bulletin  of  Marine  Science  87:873–889.  Block,  B.  A.,  I.  D.  Jonsen,  S.  J.  Jorgensen,  A.  J.  Winship,  S.  A.  Shaffer,  S.  J.  Bograd,  E.  L.  Hazen,  D.  G.  Foley,  G.  A.  Breed,  A.-­‐L.  Harrison,  J.  E.  Ganong,  A.  Swithenbank,  M.  Castleton,  H.  Dewar,  B.  R.  Mate,  G.  L.  Shillinger,  K.  M.  Schaefer,  S.  R.  Benson,  M.  J.  Weise,  R.  W.  Henry,  and  D.  P.  Costa.  2011.  Tracking  apex  marine  predator  movements  in  a  dynamic  ocean.  Nature  475:86–90.  Burkholder,  D.  A.,  M.  R.  Heithaus,  J.  W.  Fourqurean,  A.  Wirsing,  and  L.  M.  Dill.  2013.  Patterns  of  top-­‐down  control  in  a  seagrass  ecosystem:  could  a  roving  apex  predator  induce  a  behaviour-­‐mediated  trophic  cascade?  The  Journal  of  animal  ecology:1–11.  Carlson,  J.  K.,  and  S.  J.  B.  Gulak.  2012.  Habitat  use  and  movement  patterns  of  Oceanic   231   Whitetip,  Bigeye  Thresher  and  Dusky  Sharks  based  on  archival  satellite  tags.  Collected  Volumes  of  Scientific  Papers  of  the  ICCAT  68:1922–1932.  Carlson,  J.  K.,  M.  R.  Heupel,  D.  M.  Bethea,  and  L.  D.  Hollensead.  2008.  Coastal  habitat  use  and  residency  of  juvenile  Atlantic  Sharpnose  Sharks  (Rhizoprionodon   terraenovae).  Estuaries  and  Coasts  31:931–940.  Castro,  J.  1996.  Biology  of  the  Blacktip  Shark,  Carcharhinus  limbatus,  off  the  southeastern  United  States.  Bulletin  of  Marine  Science  59:508–522.  Castro,  J.  I.  1993.  The  shark  nursery  of  Bulls  Bay,  South  Carolina,  with  a  review  of  the  shark  nurseries  of  the  southeastern  coast  of  the  United  States.  Environmental  Biology  of  Fishes  38:37–48.  Castro,  J.  I.  2011.  The  sharks  of  North  America.  Oxford  University  Press,  New  York,  NY.  Chapman,  D.  D.,  K.  a.  Feldheim,  Y.  P.  Papastamatiou,  and  R.  E.  Hueter.  2015.  There  and  back  again:  A  review  of  residency  and  return  migrations  in  sharks,  with  implications  for  population  structure  and  management.  Annual  Review  of  Marine  Science  7:547–570.  Conrath,  C.  L.,  and  J.  A.  Musick.  2002.  Age  and  growth  of  the  Smooth  Dogfish  (Mustelus  canis)  in  the  northwest  Atlantic  Ocean.  Fishery  Bulletin  100:674–682.  Conrath,  C.  L.,  and  J.  A.  Musick.  2008.  Investigations  into  depth  and  temperature  habitat  utilization  and  overwintering  grounds  of  juvenile  Sandbar  Sharks,   Carcharhinus  plumbeus:  the  importance  of  near  shore  North  Carolina  waters.  Environmental  Biology  of  Fishes  82:123–131.  Crowder,  L.,  and  E.  Norse.  2008.  Essential  ecological  insights  for  marine  ecosystem-­‐ 232   based  management  and  marine  spatial  planning.  Marine  Policy  32:772–778.  Curtis,  T.  H.,  D.  H.  Adams,  and  G.  H.  Burgess.  2011.  Seasonal  distribution  and  habitat  associations  of  Bull  Sharks  in  the  Indian  River  Lagoon,  Florida:  A  30-­‐year  synthesis.  Transactions  of  the  American  Fisheries  Society  140:1213–1226.  Curtis,  T.  H.,  C.  T.  McCandless,  J.  K.  Carlson,  G.  B.  Skomal,  N.  E.  Kohler,  L.  J.  Natanson,  G.  H.  Burgess,  J.  J.  Hoey,  and  H.  L.  Pratt.  2014.  Seasonal  distribution  and  historic  trends  in  abundance  of  White  Sharks,  Carcharodon  carcharias,  in  the  western  North  Atlantic  Ocean.  PloS  one  9:e99240.  Dill,  L.,  M.  Heithaus,  and  C.  Walters.  2003.  Behaviorally  mediated  indirect  interactions  in  marine  communities  and  their  conservation  implications.  Ecology  84:1151–1157.  Drymon,  J.  M.,  M.  J.  Ajemian,  and  S.  P.  Powers.  2014.  Distribution  and  dynamic  habitat  use  of  young  Bull  Sharks  Carcharhinus  leucas  in  a  highly  stratified  Northern  Gulf  of  Mexico  estuary.  PLoS  one  9:1–12.  Fautin,  D.,  P.  Dalton,  L.  S.  Incze,  J.-­‐A.  C.  Leong,  C.  Pautzke,  A.  Rosenberg,  P.  Sandifer,  G.  Sedberry,  J.  W.  Tunnell,  I.  Abbott,  R.  E.  Brainard,  M.  Brodeur,  L.  G.  Eldredge,  M.  Feldman,  F.  Moretzsohn,  P.  S.  Vroom,  M.  Wainstein,  and  N.  Wolff.  2010.  An  overview  of  marine  biodiversity  in  United  States  waters.  PloS  one  5:e11914.  Ford,  R.  M.  2012.  Diet  and  reproductive  biology  of  the  Blacknose  Shark  (Carcharhinus  acronotus)  from  the  Southwestern  Atlantic  Ocean.  Master's  Thesis,  University  of  North  Florida.  Froeschke,  J.,  G.  Stunz,  and  M.  Wildhaber.  2010.  Environmental  influences  on  the  occurrence  of  coastal  sharks  in  estuarine  waters.  Marine  Ecology  Progress   233   Series  407:279–292.  Gelsleichter,  J.,  J.  A.  Musick,  and  S.  Nichols.  1999.  Food  habits  of  the  Smooth  Dogfish,   Mustelus  canis,  Dusky  Shark,  Carcharhinus  obscurus,  Atlantic  Sharpnose  Shark,   Rhizoprionodon  terraenovae,  and  the  Sand  Tiger,  Carcharias  taurus,  from  the  northwest  Atlantic  Ocean.  Environmental  Biology  of  Fishes  54:205–217.  Gilliam,  D.,  and  K.  M.  Sullivan.  1993.  Diet  and  feeding  habits  of  the  Southern  Stingray   Dasyatis  americana  in  the  central  Bahamas.  Bulletin  of  Marine  Science  52:1007–1013.  Goodman,  M.  A.,  P.  B.  Conn,  and  E.  Fitzpatrick.  2010.  Seasonal  occurrence  of  Cownose  Rays  (Rhinoptera  bonasus)  in  North  Carolina’s  estuarine  and  coastal  waters.  Estuaries  and  Coasts  34:640–651.  Grubbs,  R.  D.,  J.  K.  Carlson,  J.  G.  Romine,  T.  H.  Curtis,  W.  D.  McElroy,  C.  T.  McCandless,  C.  F.  Cotton,  and  J.  A.  Musick.  2016.  Critical  assessment  and  ramifications  of  a  purported  marine  trophic  cascade.  Scientific  Reports  6:20970.  Grubbs,  R.  D.,  and  J.  A.  Musick.  2007.  Spatial  delineation  of  summer  nursery  areas  for  juvenile  Sandbar  Sharks  in  Chesapeake  Bay,  Virginia.  Pages  63–85  in  C.  T.  McCandless,  N.  E.  Kohler,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Grubbs,  R.  D.,  J.  A.  Musick,  C.  L.  Conrath,  and  J.  G.  Romine.  2007.  Long-­‐term  movements,  migration,  and  temporal  delineation  of  a  summer  nursery  for  juvenile  Sandbar  Sharks  in  the  Chesapeake  Bay  region.  Pages  87–107  in  C.  T.  McCandless,  N.  E.  Kohler,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of   234   the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Gudger,  E.  W.  1948.  The  Tiger  Shark,  Galeocerdo  tigrinus,  on  the  North  Carolina  coast  and  its  food  and  feeding  habits  there.  Journal  of  the  Elisha  Mitchell  Scientific  Society  64:221–233.  Hare,  J.  A.,  W.  E.  Morrison,  M.  W.  Nelson,  M.  M.  Stachura,  E.  J.  Teeters,  R.  B.  Griffis,  M.  A.  Alexander,  J.  D.  Scott,  L.  Alade,  R.  J.  Bell,  A.  S.  Chute,  K.  L.  Curti,  T.  H.  Curtis,  D.  Kircheis,  J.  F.  Kocik,  S.  M.  Lucey,  C.  T.  McCandless,  L.  M.  Milke,  D.  E.  Richardson,  E.  Robillard,  H.  J.  Walsh,  M.  C.  McManus,  K.  E.  Marancik,  and  C.  A.  Griswold.  2016.  A  vulnerability  assessment  of  fish  and  invertebrates  to  climate  change  on  the  Northeast  U.S.  Continental  Shelf.  PloS  one  11:e0146756.  Hayden,  B.  P.,  C.  Ray,  and  P.  D.  Columbia.  1984.  Classification  of  coastal  and  marine  environments.  Environmental  Conservation  11:199–207.  Hayes,  C.  G.,  Y.  Jiao,  and  E.  Cortés.  2009.  Stock  assessment  of  Scalloped  Hammerheads  in  the  western  North  Atlantic  Ocean  and  Gulf  of  Mexico.  North  American  Journal  of  Fisheries  Management  29:1406–1417.  Hazen,  E.  L.,  S.  Jorgensen,  R.  R.  Rykaczewski,  S.  J.  Bograd,  D.  G.  Foley,  I.  D.  Jonsen,  S.  A.  Shaffer,  J.  P.  Dunne,  D.  P.  Costa,  L.  B.  Crowder,  and  B.  A.  Block.  2012.  Predicted  habitat  shifts  of  Pacific  top  predators  in  a  changing  climate.  Nature  Climate  Change  3:234–238.  Heithaus,  M.  R.  2007.  Nursery  areas  as  essential  shark  habitats:  a  theoretical  perspective.  Pages  3–13  in  C.  McCandless,  N.  Kohler,  and  J.  Pratt,  H.L.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the   235   United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Heithaus,  M.  R.,  T.  Alcoverro,  R.  Arthur,  D.  A.  Burkholder,  K.  A.  Coates,  M.  J.  A.  Christianen,  N.  Kelkar,  S.  A.  Manuel,  A.  J.  Wirsing,  W.  J.  Kenworthy,  and  J.  W.  Fourqurean.  2014.  Seagrasses  in  the  age  of  sea  turtle  conservation  and  shark  overfishing.  Frontiers  in  Marine  Science  1:1–6.  Heithaus,  M.  R.,  and  J.  J.  Vaudo.  2012.  Predator-­‐prey  interactions.  Pages  505–546  in  J.  C.  Carrier,  J.  A.  Musick,  and  M.  R.  Heithaus,  editors.  Biology  of  Sharks  and  Their  Relatives,  2nd  edition.  CRC  Press,  Boca  Raton,  FL.  Heupel,  M.  R.,  D.  M.  Knip,  C.  a.  Simpfendorfer,  and  N.  K.  Dulvy.  2014.  Sizing  up  the  ecological  role  of  sharks  as  predators.  Marine  Ecology  Progress  Series  495:291–298.  Heupel,  M.  R.,  and  C.  a.  Simpfendorfer.  2011.  Estuarine  nursery  areas  provide  a  low-­‐mortality  environment  for  young  bull  sharks  Carcharhinus  leucas.  Marine  Ecology  Progress  Series  433:237–244.  Heupel,  M.  R.,  C.  A.  Simpfendorfer,  A.  B.  Collins,  and  J.  P.  Tyminski.  2006.  Residency  and  movement  patterns  of  Bonnethead  Sharks,  Sphyrna  tiburo,  in  a  large  Florida  estuary.  Environmental  Biology  of  Fishes  76:47–67.  Hoffmayer,  E.  R.,  J.  S.  Franks,  W.  B.  Driggers,  J.  A.  McKinney,  J.  M.  Hendon,  and  J.  M.  Quattro.  2014.  Habitat,  movements  and  environmental  preferences  of  Dusky  Sharks,  Carcharhinus  obscurus,  in  the  northern  Gulf  of  Mexico.  Marine  Biology  161:911–924.  Hueter,  R.  E.,  M.  R.  Heupel,  E.  J.  Heist,  and  D.  B.  Keeney.  2005.  Evidence  of  philopatry   236   in  sharks  and  implications  for  the  management  of  shark  fisheries.  Journal  of  Northwest  Atlantic  Fishery  Science  35:239–247.  Hueter,  R.  E.,  and  J.  P.  Tyminski.  2007.  Species-­‐specific  distribution  and  habitat  characteristics  of  shark  nurseries  in  Gulf  of  Mexico  waters  off  peninsular  Florida  and  Texas.  Pages  193–223  in  C.  McCandless,  N.  Kohler,  and  J.  Pratt,  H.L.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Jensen,  C.  F.,  and  G.  A.  Hopkins.  2001.  Evaluation  of  bycatch  in  the  North  Carolina  Spanish  and  king  mackerel  sinknet  fishery  with  emphasis  on  sharks  during  October  and  November  1998  and  2000  including  historical  data  from  1996-­‐1997.  A  report  to  North  Carolina  Sea  Grant  in  fulfillment  of  the  Fishery  Resource  Grant  #  98FEG-­‐47.    North  Carolina  Sea  Grant,  Raleigh,  NC.  Jensen,  C.  F.,  T.  Thorpe,  M.  L.  Moser,  J.  J.  Francesco,  G.  A.  Hopkins,  and  D.  Beresoff.  2002.  Shark  nursery  areas  in  North  Carolina  state  waters.  Pages  61–73  in  C.  McCandless,  J.  Pratt,  H.L.,  and  N.  Kohler,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  East  Coast  waters  of  the  United  States:  an  overview.  An  internal  report  to  NOAA’s  Highly  Migratory  Species  Office.  NOAA  Fisheries  Narragansett  Lab,  Narragansett,  RI.  Kajiura,  S.  M.,  and  S.  L.  Tellman.  2016.  Quantification  of  massive  seasonal  aggregations  of  Blacktip  Sharks  (Carcharhinus  limbatus)  in  southeast  Florida.  PloS  one  11:e0150911.  Kneebone,  J.,  J.  Chisholm,  and  G.  Skomal.  2014.  Movement  patterns  of  juvenile  Sand   237   Tigers  (Carcharias  taurus)  along  the  east  coast  of  the  USA.  Marine  Biology  161:1149–1163.  Lacroix,  G.  L.,  and  I.  Fleming.  2014.  Large  pelagic  predators  could  jeopardize  the  recovery  of  endangered  Atlantic  salmon.  Canadian  Journal  of  Fisheries  and  Aquatic  Sciences  71:343–350.  Loefer,  J.  K.,  and  G.  R.  Sedberry.  2003.  Life  history  of  the  Atlantic  sharpnose  shark  (Rhizoprionodon  terraenovae)  (Richardson,  1836)  off  the  southeastern  United  States.  Fishery  Bulletin  101:75–88.  Love,  J.  W.,  and  P.  D.  Chase.  2007.  Marine  fish  diversity  and  composition  in  the  Mid-­‐  Atlantic  and  South  Atlantic  Bights.  Southeastern  Naturalist  6:705–714.  Luczkovich,  J.  J.,  R.  C.  Pullinger,  S.  E.  Johnson,  and  M.  W.  Sprague.  2008.  Identifying  Sciaenid  critical  spawning  habitats  by  the  use  of  passive  acoustics.  Transactions  of  the  American  Fisheries  Society  137:576–605.  Merson,  R.  R.,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.  2001.  Distribution,  movements  and  growth  of  young  Sandbar  Sharks,  Carcharhinus  plumbeus,  in  the  nursery  grounds  of  Delaware  Bay.  Environmental  Biology  of  Fishes  61:13–24.  Meyer,  C.  G.,  Y.  P.  Papastamatiou,  and  K.  N.  Holland.  2010.  A  multiple  instrument  approach  to  quantifying  the  movement  patterns  and  habitat  use  of  Tiger  (Galeocerdo  cuvier)  and  Galapagos  Sharks  (Carcharhinus  galapagensis)  at  French  Frigate  Shoals,  Hawaii.  Marine  Biology  157:1857–1868.  Miller,  M.  H.,  J.  K.  Carlson,  P.  Cooper,  D.  Kobayashi,  M.  Nammack,  and  J.  Wilson.  2013.  Status  review  report:  Scalloped  Hammerhead  shark  (Sphryna  lewini).  NOAA,  Silver  Spring,  MD.   238   Myers,  R.  a,  J.  K.  Baum,  T.  D.  Shepherd,  S.  P.  Powers,  and  C.  H.  Peterson.  2007.  Cascading  effects  of  the  loss  of  apex  predatory  sharks  from  a  coastal  ocean.  Science  315:1846–1850.  NMFS.  2003.  Final  Amendment  1  to  the  Fisherey  Management  Plan  for  Atlantic  Tunas,  Billfish,  and  Sharks.  NOAA,  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2007.  Final  Amendment  2  to  the  Consolidated  Atlantic  Highly  Migratory  Species  Fishery  Management  Plan.  NOAA,  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2012.  Endangered  Species  Act  -­‐  Section  7  -­‐  Biological  Opinion  -­‐  Continued  authorization  of  Atlantic  shark  fisheries  via  the  Consolidated  HMS  Fishery  Management  Plan  as  amended  by  Amendments  3  and  4  and  the  federal  authorization  of  a  smoothound  fishery.  NOAA,  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2013.  Final  Amendment  5a  to  the  2006  Consolidated  Atlantic  Highly  Migratory  Species  Fishery  Management  Plan.  NOAA,  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2015a.  2015  Stock  Assessment  and  Fishery  Evaluation  (SAFE)  Report  for  Atlantic  Highly  Migratory  Species.  NOAA,  Silver  Spring,  MD.  NMFS.  2015b.  Fisheries  of  the  United  States,  2014.  NOAA,  Silver  Spring,  MD.  OCEARCH.  2016.  Global  Shark  Tracker.  www.ocearch.org  (accessed  5  May  2016).  Paramore,  L.  2009.  Pamlico  Sound  independent  gill  net  survey.  Final  Report  Grant  F-­‐70.  NCDMF,  Morehead  City,  NC.  Paramore,  L.  2011.  Evaluating  the  Effectiveness  of  Bottom  Longline  Gear  to  Develop  Indices  of  Relative  Abundance  for  Adult  Red  Drum  in  North  Carolina.  Final  Report.  NCDMF,  Morehead  City,  NC.  Parker,  R.  O.,  and  R.  L.  Dixon.  1998.  Changes  in  a  North  Carolina  reef  fish  community   239   after  15  years  of  intense  fishing—global  warming  implications.  Transactions  of  the  American  Fisheries  Society  127:908–920.  Peterson,  C.  H.,  J.  F.  Fodrie,  H.  C.  Summerson,  and  S.  P.  Powers.  2001.  Site-­‐specific  and  density-­‐dependent  extinction  of  prey  by  schooling  rays:  generation  of  a  population  sink  in  top-­‐quality  habitat  for  bay  scallops.  Oecologia  129:349–356.  Pinsky,  M.  L.,  B.  Worm,  M.  J.  Fogarty,  J.  L.  Sarmiento,  and  S.  A.  Levin.  2013.  Marine  taxa  track  local  climate  velocities.  Science  341:1239–1242.  Queiroz,  N.,  N.  E.  Humphries,  G.  Mucientes,  N.  Hammerschlag,  F.  P.  Lima,  K.  L.  Scales,  P.  I.  Miller,  L.  L.  Sousa,  R.  Seabra,  and  D.  W.  Sims.  2016.  Ocean-­‐wide  tracking  of  pelagic  sharks  reveals  extent  of  overlap  with  longline  fishing  hotspots.  Proceedings  of  the  National  Academy  of  Sciences  113:1582–1587.  Roelofs,  E.  W.,  and  D.  F.  Bumpus.  1953.  The  hydrography  of  Pamlico  Sound.  Bulletin  of  Marine  Science  of  the  Gulf  and  Carribbean  3:181–205.  Rountree,  R.  A.,  and  K.  W.  Able.  1996.  Seasonal  abundance,  growth,  and  foraging  habits  of  juvenile  Smooth  Dogfish,  Mustelus  canis,  in  a  New  Jersey  estuary.  Fishery  Bulletin  94:522–534.  Rulifson,  R.  A.,  C.  W.  Bangley,  J.  L.  Cudney,  and  A.  Dell'Apa.  In  Preparation.  Acoustic  telemetry,  ocean  migratory  corridors,  and  Cape  Hatteras,  North  Carolina.  Sagarese,  S.  R.,  M.  G.  Frisk,  T.  J.  Miller,  K.  A.  Sosebee,  J.  A.  Musick,  and  P.  J.  Rago.  2014.  Influence  of  environmental,  spatial,  and  onogenetic  variables  on  habitat  selection  and  management  of  Spiny  Dogfish  in  the  Northeast  (US)  shelf  large  marine  ecosystem.  Canadian  Journal  of  Fisheries  and  Aquatic  Sciences  71:567–580.   240   Schwartz,  F.  J.  1984.  Occurrence,  abundance,  and  biology  of  the  Blacknose  Shark,   Carcharhinus  acronotus,  in  North  Carolina.  Northeast  Gulf  Science  7:29–47.  Schwartz,  F.  J.  2003.  Sharks,  skates,  and  rays  of  the  Carolinas.  The  University  of  North  Carolina  Press,  Chapel  Hill,  NC.  Schwartz,  F.  J.  2012.  Bull  Sharks  in  North  Carolina.  Journal  of  the  North  Carolina  Academy  of  Sciences  128:88–91.  Schwartz,  F.  J.,  J.  J.  Hoey,  C.  T.  McCandless,  and  C.  H.  Peterson.  2013.  Longline  shark  survey  data  report:  1972-­‐2011.  UNC  Institute  of  Marine  Science,  Morehead  City,  NC.  Sguotti,  C.,  C.  P.  Lynam,  B.  García-­‐Carreras,  J.  R.  Ellis,  and  G.  H.  Engelhard.  2016.  Distribution  of  skates  and  sharks  in  the  North  Sea:  112  years  of  change.  Global  Change  Biology.  doi:  10.1111/gcb.13316  Shaw,  A.  L.,  B.  S.  Frazier,  J.  R.  Kucklick,  and  G.  Sancho.  2016.  Trophic  ecology  of  a  predatory  community  in  a  shallow-­‐water,  high-­‐salinity  estuary  assessed  by  stable  isotope  analysis.  Marine  and  Coastal  Fisheries  8:46–61.  Stehlik,  L.  L.  2007.  Spiny  Dogfish,  Squalus  acanthias,  life  history  and  habitat  characteristics.  NOAA  Technical  Memorandum  NMFS-­‐NE-­‐203.  Thorpe,  T.,  C.  F.  Jensen,  and  M.  L.  Moser.  2004.  Relative  abundance  and  reproductive  characteristics  of  sharks  in  Southeastern  North  Carolina  coastal  waters.  Bulletin  of  Marine  Science  74:3–20.  Ulrich,  G.  F.,  C.  M.  Jones,  W.  B.  I.  Driggers,  J.  M.  Drymon,  D.  Oakley,  and  C.  Riley.  2007.  Habitat  utilization,  relative  abundance,  and  seasonality  of  sharks  in  the  estuarine  and  nearshore  waters  of  South  Carolina.  Pages  125–139  in  C.   241   McCandless,  N.  Kohler,  and  H.  L.  Pratt,  Jr.,  editors.  Shark  nursery  grounds  of  the  Gulf  of  Mexico  and  the  east  coast  waters  of  the  United  States.  American  Fisheries  Society  Symposium  50.  American  Fisheries  Society,  Bethesda,  MD.  Valentine,  J.  F.,  K.  L.  Heck,  P.  Harper,  and  M.  Beck.  1994.  Effects  of  bioturbation  in  controlling  turtlegrass  (Thalassia  testudinum  Banks  ex  König)  abundance:  evidence  from  field  enclosures  and  observations  in  the  Northern  Gulf  of  Mexico.  Journal  of  Experimental  Marine  Biology  and  Ecology  178:181–192.  Ward-­‐Paige,  C.  a.,  G.  L.  Britten,  D.  M.  Bethea,  and  J.  K.  Carlson.  2014.  Characterizing  and  predicting  essential  habitat  features  for  juvenile  coastal  sharks.  Marine  Ecology:1–13.  Waycott,  M.,  C.  M.  Duarte,  T.  J.  B.  Carruthers,  R.  J.  Orth,  W.  C.  Dennison,  S.  Olyarnik,  A.  Calladine,  J.  W.  Fourqurean,  K.  L.  Heck,  A.  R.  Hughes,  G.  A.  Kendrick,  W.  J.  Kenworthy,  F.  T.  Short,  and  S.  L.  Williams.  2009.  Accelerating  loss  of  seagrasses  across  the  globe  threatens  coastal  ecosystems.  Proceedings  of  the  National  Academy  of  Sciences  106:12377–12381.     242              Appendix  IACUC  and  IRB  protocols   244   EAST  CAROLINA  UNIVERSITY   ANIMAL  USE  PROTOCOL  (AUP)  FORM   LATEST  REVISION  NOVEMBER,  2013     Project  Title:            Identification  of  Juvenile  Spiny  Dogfish  Habitats  in  North  Carolina  Coastal  Waters       Principal  Investigator   Secondary  Contact   Name   Roger A. Rulifson   Charles  Bangley   Dept.   Institute  for  Coastal  Science  and  Policy   Institute  for  Coastal  Science  and  Policy   Office  Ph   #   252.328.9400   252.328.9407   Cell  Ph  #   252.412.4411   401.829.0782   Pager  #   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Home  Ph   #   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Email   rulifsonr@ecu.edu   Bangleyc09@students.ecu.edu       For  IACUC  Use  Only  AUP  #        New/Renewal        Full  Review/Date   DR/Date      Approval  Date        Study  Type        Pain/Distress  Category        Surgery   Survival   Multiple    Prolonged  Restraint        Food/Fluid  Regulation        Other        Hazard  Approval/Dates   Rad   IBC   EHS  OHP  Enrollment        Mandatory  Training          Amendments  Approved                       245   I. Personnel A. Principal Investigator(s): Click  here  to  enter  text.   B. Department(s): Click  here  to  enter  text.   C. List all personnel (PI’s, co-investigators, technicians, students) that will be working with live animals and describe their qualifications and experience with these specific procedures. If people are to be trained, indicate by whom: Name/Degree/Cert ification   Position/Role(s)/   Responsibilities  in  this   Project   Required   Online   IACUC   Training   (Yes/No)   Relevant  Animal   Experience/Training  (include   species,  procedures,  number   of  years,  etc.)   Roger  Rulifson   Principle  investigator   Yes     Senior Scientist – Institute for Coastal Science and Policy Professor – Department of Biology Online training course (2013) Charles  Bangley   Investigator,  animal  capture,   field  procedures,  data   analysis    Yes    Online Training Course (2010, 2013) Animal Handling (2010, 2013) Animal Survival Surgery (2011) PhD  student  –  Coastal  Resource  Management  M.S.  –  Biology  –  East  Carolina  University  B.S.  –  Marine  Biology  –  University  of  Rhode  Island  Fisheries  science  experience  –  trawl,  gillnet,  longline,  and  beach  seine  surveys,  species  identification  and  live  release  techniques,  assistance  with  surgical  implantation  of  acoustic  receivers  Species  experience:  Coastal  sharks  including  spiny  dogfish,  smooth  dogfish,  sandbar  shark,  dusky  shark,  Atlantic  sharpnose  shark   Andrea  Dell’Apa   Investigator,  animal  capture,   field  procedures,  data    Yes      Online  Training  Course   (2010,  2013)   246   analysis     Animal  Handling  (2010)   Animal  Survival  Surgery   (2010)  Ph.D  student  in  Coastal  Resources  Management.  Seven  years  of  fisheries  and  marine  field  experience,  including  2  months  as  a  field  technician  conducting  acoustic  telemetry  tracking  studies  on  Great  White  sharks  in  South  Africa,  1  month  of  volunteer  experience  with  the  ECU  spiny  dogfish  program  (Sea  Grant  Fund  #08-­‐FEG-­‐11),  9  months  of  acoustic  telemetry  research  on  the  spiny  dogfish  shark  (CFRC  project),  including  acoustic  transmitter  surgeries.  M.Sc.  in  Marine  Biology  and  Oceanography  –  Università  Politecnica  delle  Marche  (Ancona  –  Italy)   Jennifer  Cudney-­‐ Burch   Investigator,  animal  capture,   field  procedures,  data   analysis      Yes      Online  Training  Course   (2008,  2010)   Animal  Handling  (2008)   Animal  Survival  Surgery   (2008)  Ph.D  student  in  Coastal  Resources  Management.  Nine  years  of  fisheries  field  experience,  2  years  as  a  research  technician,  including  acoustic  transmitter  surgeries,  learned  aseptic  field  surgeries,  and  3  years  of  acoustic  telemetry  research  on  the  spiny  dogfish  (Sea  Grant  Fund  #08-­‐FFEG-­‐11,  and  CFRC  project)  M.Sc.  Biology  –  East  Carolina  University   247   II.  Regulatory  Compliance   A. Non-Technical Summary Using  language  a  non-­‐scientist  would  understand,  please  provide  a   clear,  concise,  and  sequential  description  of  animal  use.     Additionally,  explain  the  overall  study  objectives  and  benefits  of   proposed  research  or  teaching  activity  to  the  advancement  of   knowledge,  human  or  animal  health,  or  good  of  society.    (More   detailed  procedures  are  requested  later  in  the  AUP.)   Do  not  cut  and  paste  the  grant  abstract.                     Cape Hatteras, North Carolina, has been identified as an important nursery and foraging ground for several coastal shark species. Juveniles and neonates of species both important to fisheries (blacktip shark, sandbar shark, smooth and spiny dogfish) and of conservation concern (dusky shark, hammerhead species) have been observed near the Hatteras Bight by North Carolina watermen and researchers. Though the potential for shark nursery habitat in the Hatteras Bight has been considered for some species (dusky and sandbar sharks), for others these observations are unrecognized in the scientific literature and are nominally considered as "anecdotal evidence" by managers. For this reason current management measures for the spiny dogfish and coastal shark fisheries are controversial among North Carolina fishermen. Juveniles and neonates of other shark species have been common bycatch in the dogfish surveys, which may be an effective platform for gathering data on these other sharks. Therefore, we propose to explore the Hatteras Bight as a potential nursery ground for spiny dogfish and other coastal sharks using gillnet survey techniques and acoustic tagging methods.     B.Sc.  –  Ohio  Northern  University    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Choose  an  item.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Choose  an  item.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Choose  an  item.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Choose  an  item.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Choose  an  item.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Choose  an  item.    Click  here  to  enter  text.   248   B.  Ethics  and  Animal  Use     B.1.  Duplication   Does  this  study  duplicate  existing  research?    Yes   If  yes,  why  is  it  necessary?  (note:  teaching  by  definition  is   duplicative)            This  study  continues  and  expands  on  previous  acoustic  telemetry  work  by  the  Rulifson  lab.    Information  from  more  tagged  animals  will  be  needed  to  truly  define  migration  pathways,  nursery  habitat,  and  other  areas  of  high  activity.     B.2.  Alternatives  to  the  Use  of  Live  Animals       Are  there  less  invasive  procedures,  other  less  sentient  species,   isolated  organ  preparation,  cell  or  tissue  culture,  or  computer   simulation  that  can  be  used  in  place  of  the  live  vertebrate  species   proposed  here?        No   If  yes,  please  explain  why  you  cannot  use  these  alternatives.          Click  here  to  enter  text.     B.3.  Consideration  of  Alternatives  to  Painful/Distressful   Procedures            a.  Include  a  literature  search  to  ensure  that   alternatives  to  all  procedures  that  may  cause  more  than   momentary  or  slight  pain  or  distress  to  the  animals   have  been  considered.     1.  Please  list  all  of  the  potentially  painful  or  distressful   procedures  in  the  protocol:      Capture,  acoustic  transmitter  deployment.   2.  For  the  procedures  listed  above,  provide  the  following   information  (please  do  not  submit  search  results  but  retain   them  for  your  records):   Date  Search  was  performed:   06/19/13   Database(s)  searched:   Google  Scholar   Time  period  covered  by  the   search  (i.e.  1975-­‐2013):   2001-­‐2013   Search  strategy  (including   scientifically  relevant   terminology):   shark  longline  mortality,  shark  gillnet  mortality,  shark  capture  survivability,  shark  surgery,  fish  surgery,  acoustic  telemetry     249        3.  In  a  few  sentences,  please  provide  a  brief  narrative  indicating   the  results  of  the  search(es)  to  determine  the  availability  of   alternatives  and  explain  why  these  alternatives  were  not   chosen.  Also,  please  address  the  3  Rs  of  refinement,  reduction,   and  replacement  in  your  response.  Refinement  refers  to   modification  of  husbandry  or  experimental  procedures  to   enhance  animal  well-­‐being  and  minimize  or  eliminate  pain  and   distress.  Replacement  refers  to  absolute  (i.e.  replacing  animals   with  an  inanimate  system)  or  relative  (i.e.  using  less  sentient   species)  replacement.  Reduction  involves  strategies  such  as   experimental  design  analysis,  application  of  newer   technologies,  use  of  appropriate  statistical  methods,  etc.,  to  use   the  fewest  animals  or  maximize  information  without  increasing   animal  pain  or  distress.     Survival  rate  of  sharks  captured  in  longline  and  gillnet  gear  varies  by  species,  but  generally  is  minimized  by  limiting  soak  time  (Morgan  and  Carlson  2010).    Most  traditional  mark-­‐recapture  studies  on  sharks  have  a  less  than  5%  recapture  rate,  requiring  the  capture  and  tagging  of  thousands  of  animals  in  order  to  gather  sufficient  data  (Kohler  and  Turner  2001).    Telemetry  methods  require  far  fewer  individuals  and  provide  fine-­‐scale,  short-­‐term  data  that  is  lacking  in  mark-­‐recapture  studies  (Sims  2010).    In  fishes,  surgically  implanted  acoustic  transmitters  are  preferable  to  externally  mounted  transmitters  because  they  are  less  likely  to  interfere  with  swimming  behavior,  cause  infection,  or  be  shed  by  the  animal,  but  aseptic  techniques  must  be  used  to  minimize  infection  or  other  complications  from  the  surgery  (Mulcahy  2003).    In  sharks,  the  standard  practice  is  to  make  the  incision  and  insert  the  transmitter  anterior  to  the  pelvic  fins,  and  allow  the  shark  to  recover  in  flowing  seawater,  assessing  condition  before  release  (Heupel  and  Heuter  2001).    If  best  practices  are  followed,  mortality  from  surgical  procedures  is  very  low  even  for  species  susceptible  to  stress:  in  a  study  on  juvenile  blacktip  sharks  (Carcharhinus  limbatus),  only  five  of  92  sharks  surgically  implanted  with  acoustic  transmitters  died  within  24  hours  of  surgery,  and  two  of  these  were  a  result  of  immediate  post-­‐release  predation  (Heupel  and  Simpfendorfer  2002).  This  type  of  research  cannot  be  completed  with  a  non-­‐animal  model.       Other  sources  consulted:   Conversations  with  researchers  familiar  with  longline  and  gillnet  shark  surveys,  assistance  with  surgical  procedures  on  spiny  dogfish,  observations  made  while  assisting  with  shark  longline  and  gillnet  surveys,  ECU  IACUC  animal  survival  surgery  workshop   250   C.  Hazardous  Agents   1. Protocol related hazards (chemical, biological, or radiological): Please indicate if any of the following are used in animals and the status of review/approval by the referenced committees:       2. Incidental hazards Will  personnel  be  exposed  to  any  incidental  zoonotic  diseases  or   hazards  during  the  study  (field  studies,  primate  work,  etc)?    If   so,  please  identify  each  and  explain  steps  taken  to  mitigate  risk:              Dr  Rulifson,  Charles  Bangley,  Andrea  Dell’Apa,  and  Jennifer  Cudney-­‐Burch  have  each  had  extensive  boat  safety  and  hazards  training.  Dr  Rulifson  co-­‐taught  a  class  on  boating  safety  in  conjunction  with  the  NC  Coast  Guard  Auxiliary  for  several  years.  Jennifer  has  had  CPR/First  Aid  training  and  renewal  since  2005.   HAZARDS   Oversight   Committee   Status  (Approved,  Pending,   Submitted)/Date   AUP  Appendix  I   Completed?   Radioisotopes   Radiation   Click  here  to  enter  text.   Choose  an  item.   Ionizing  radiation   Radiation    Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   Infectious  agents  (bacteria,   viruses,  rickettsia,  prions,   etc.)   IBC    Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   Toxins  of  biological  origins   (venoms,  plant  toxins,  etc.)   IBC    Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   Transgenic,  Knock  In,  Knock   Out  Animals-­‐-­‐-­‐breeding,   cross  breeding  or  any  use   of  live  animals  or  tissues   IBC    Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   Human  tissues,  cells,  body   fluids,  cell  lines   IBC    Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   Viral/Plasmid   Vectors/Recombinant  DNA   or  recombinant  techniques   IBC    Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   Oncogenic/toxic/mutagenic   chemical  agents   EH&S   Click  here  to  enter  text.        Choose  an  item.   Nanoparticles   EH&S    Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   Cell  lines,  tissues  or  other   biological  products  injected   or  implanted  in  animals   DCM    Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   Other  agents        Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   251   Andrea  received  training  in  Italy  for  boat  safety,  as  part  of  his  driving  boat  license  course  (2009),  and  received  additional  MOCC  training  at  ECU  (2010).    Charles  is  a  former  lifeguard  and  has  current  DAN  CPR  and  First  Aid  certifications,  as  well  as  MOCC  boat-­‐handling  certification.    All  participants  have  experience  working  aboard  large  and  small  research  vessels  in  all  types  of  weather,  and  are  familiar  with  the  hazards  associated  with  working  aboard  boats  in  inclement  conditions.    Suitable  personal  equipment  (life  jackets,  rain  gear,  float  coats,  insulated  work  boots,  mustang  survival  suits)  are  available  for  protection  against  marine  hazards.    The  potential  exists  to  encounter  hazardous  marine  life,  and  this  is  mitigated  by  the  use  of  protective  equipment  such  as  gloves  and  foul-­‐weather  gear.    All  participants  are  experienced  in  identifying  potentially  hazardous  marine  organisms.    Risk  of  injury  is  mitigated  through  protective  equipment  (gloves)  and  proper  handling.    The  sharks  will  be  anesthetized  and  inverted  to  induce  tonic  immobility,  reducing  panic  response  in  the  animals.    Exposure  to  parasitic,  viral,  or  bacterial  diseases  from  contact  with  marine  life  will  be  minimized  by  wearing  gloves  when  handling  sharks  and  washing  hands  after  contact.         III.  Animals  and  Housing     A. Species and strains: Principal  species  -­‐  Carcharhinus  limbatus,  C.  plumbeus,  C.  obscurus,  Sphyrna  lewini,   Rhizoprionodon  terraenovae,  Mustelus  canis   B. Weight, sex and/or age: Neonate  to  juvenile,  30-­‐150  cm  in  length              C.    Animal  numbers:   1.  Please  complete  the  following  table:     Total  number  of  animals  in   treatment   and  control  groups     Additional   animals   (Breeders,   substitute   animals)   Total  number   of  animals   used  for  this   project  60  individuals  total:  external  and  internal  tagging  performed  opportunistically  on  sharks  in  the  principal  species  group  (spiny  dogfish,  smooth  dogfish,  sandbar  shark,  dusky  shark,  blacktip  shark,  Atlantic  sharpnose  shark,  scalloped  hammerhead).   +5  (surgical  mortality)   =65     2.  Justify  the  species  and  number  (use  statistical  justification  when   possible)  of  animals  requested:           252   The  principal  species  are  the  target  of  this  research  and  cannot  be  replaced  with  others.  We  need  to  tag  a  sufficient  number  of  animals  to  provide  reliable  outcomes  on  juvenile  time  and  space  distribution  in  the  study  area,  and  especially  on  environment  parameters  such  as  water  temperature  and  depth  experienced  by  tagged  animals  during  the  study.   3.  Justify  the  number  and  use  of  any  additional  animals  needed  for   this  study:      Additional  animals  will  be  used  only  if  a  shark  fails  to  recover  from  surgery  within  a  half  hour.    A  survival  surgery  rate  of  100%  has  been  obtained  by  this  project  team  during  previous  and  on-­‐going  research  study  on  these  species.  Short-­‐term  (24-­‐hr)  mortality  of  gillnet-­‐caught  sharks  was  found  to  be  17%  (Rulifson,  2007).  Gillnets  will  be  deployed  for  no  more  than  half-­‐hour  soaks.  A  ratio  comparison  (e.g.,  17%  in  24  hrs  vs.  x%  in  2  hrs)  suggests  an  immediate  1.4%  mortality  for  gillnets.   a.  For  unforeseen  outcomes/complications:        While  survivorship  is  expected  to  be  high  and  all  tagged  sharks  have  been  released  alive,  there  is  always  the  possibility  of  mortality  during  surgery.    Five  extra  sharks  should  be  sufficient  to  account  for  this.   b. For refining techniques: Some  species  may  require  modifications  to  equipment  (i.e.  larger  surgical  needles).    Five  extra  sharks  should  allow  us  to  have  back-­‐up  animals  for  this  purpose.   c.  For  breeding  situations,  briefly  justify  breeding   configurations  and  offspring  expected:              Click  here  to  enter  text.   d.  Indicate  if  following  IACUC  tail  snip  guidelines:  Choose  an  item.        (if  no,  describe  and  justify)                Click  here  to  enter  text.   4.  Will  the  phenotype  of  mutant,  transgenic  or  knockout  animals   predispose  them  to  any  health,  behavioral,  physical   abnormalities,  or  cause  debilitating  effects  in  experimental   manipulations?    No        (if  yes,  describe)            Click  here  to  enter  text.                5.    Are  there  any  deviations  from  standard  husbandry  practices?    No      If  yes,  then  describe  conditions  and  justify  the  exceptions  to   standard  housing  (temperature,  light  cycles,  sterile  cages,   special  feed,  prolonged  weaning  times,  wire-­‐bottom  cages,  etc.):              Click  here  to  enter  text.   6.    The  default  housing  method  for  social  species  is  pair  or  group   housing  (including  mice,  rats,  guinea  pigs,  rabbits,  dogs,  pigs,   monkeys).    Is  it  necessary  for  animals  to  be  singly  housed  at  any   time  during  the  study?   253   Choose  an  item.    (If  yes,  describe  housing  and  justify  the  need  to   singly  house  social  species):              Click  here  to  enter  text.   7.    Are  there  experimental  or  scientific  reasons  why  routine   environmental  enrichment  should  not  be  provided?    Choose  an  item.   (If  yes,  describe  and  justify  the  need  to  withhold  enrichment)          Click  here  to  enter  text.   8.    If  wild  animals  will  be  captured  or  used,  provide  permissions   (collection  permit  #  or  other  required  information):          Lab  and  field  activities  conducted  in  NC  are  supported  under  NC  DMF  permit  #  706671  (“Scientific  or  educational  collection  permit”)  which  is  renewed  annually  by  the  Department  of  Biology  at  ECU.   9.    List  all  laboratories  or  locations  outside  the  animal  facility   where  animals  will  be  used.    Note  that  animals  may  not  stay  in   areas  outside  the  animal  facilities  for  more  than  12  hours   without  prior  IACUC  approval.    For  field  studies,  list  location  of   work/study  site.              Animals  will  be  retained  aboard  commercial  fishing  vessel  based  out  of  Cape  Hatteras,  NC,  for  approximately  ½  hour  in  holding  tanks.  Animals  will  be  collected  in  shallow  coastal  environments  (<150  ft)  to  minimize  barotraumas,  and  returned  within  the  same  capture  region.  Surgical  animals  will  be  observed  for  10  minutes  to  ½  hour  after  surgery  until  sustained  normal  swimming  activity  is  noted  for  5  or  more  minutes.     IV.  Animal  Procedures     A. Outline the Experimental Design including all treatment and control groups and the number of animals in each. Tables or flow charts are particularly useful to communicate your design. Briefly state surgical plans in this section. Surgical procedures can be described in detail in IV.S. 60 juvenile sharks will be collected using gillnets and tagged both with external Floy tags and internal acoustic tags. Animals will be released approximately in the same location where captured. These animals will be tracked on currently- existing acoustic arrays off of Cape Hatteras and elsewhere on the U.S. east coast.   In  sections  IV.B-­‐IV.S  below,  please  respond  to  all  items   relating  to  your  proposed  animal  procedures.    If  a  section   does  not  apply  to  your  experimental  plans,  please  leave  it   blank.   254     Please  refer  to  DCM  and  IACUC  websites  for  relevant   guidelines  and  SOPs.     B.  Anesthesia/Analgesia/Tranquilization/Pain/Distress   Management  For  Procedures  Other  than  Surgery:     Adequate  records  describing  anesthetic  monitoring  and  recovery   must  be  maintained  for  all  species.   If  anesthesia/analgesia  must  be  withheld  for  scientific  reasons,   please  provide  compelling  scientific  justification  as  to  why  this  is   necessary:            Click  here  to  enter  text.     1.    Describe  the  pre-­‐procedural  preparation  of  the  animals:             a. Food restricted for Click here to enter text. hours b. Food restriction is not recommended for rodents and rabbits and must be justified: Click  here  to  enter  text.                c.  Water  restricted  for  Click  here  to  enter  text.  hours         d.  Water  restriction  is  not  recommended  in  any  species  for   routine  pre-­‐op        prep  and  must  be  justified:              Click  here  to  enter  text.     2.  Anesthesia/Analgesia  for  Procedures  Other  than  Surgery       Agent   Concentration   Dose   (mg/kg)   Max   Volume   Route   Frequenc y   Number  of   days   administere d   Pre-­‐ procedure   analgesic   Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   Pre-­‐ anesthetic    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   Anesthetic    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   255   Post   procedure   analgesic    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   Other    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.           3.  Reason  for  administering  agent(s):            Click  here  to  enter  text.   4.  For  which  procedure(s):                  Click  here  to  enter  text.   5.  Methods  for  monitoring  anesthetic  depth:      Click  here  to  enter  text.   6.  Methods  of  physiologic  support  during  anesthesia  and  recovery:            Click  here  to  enter  text.   7.  Duration  of  recovery:              Click  here  to  enter  text.   8.  Frequency  of  recovering  monitoring:            Click  here  to  enter  text.   9.  Specifically  what  will  be  monitored?          Click  here  to  enter  text.   10.  When  will  animals  be  returned  to  their  home  environment?            Click  here  to  enter  text.   11.  Describe  any  behavioral  or  husbandry  manipulations  that  will   be  used  to  alleviate  pain,  distress,  and/or  discomfort:            Click  here  to  enter  text.       C.    Use  of  Paralytics           1.  Will  paralyzing  drugs  be  used?    Choose  an  item   2.  For  what  purpose:            Click  here  to  enter  text.   3.  Please  provide  scientific  justification  for  paralytic  use:            Click  here  to  enter  text.   4.  Paralytic  drug:          Click  here  to  enter  text.   256   5.  Dose:            Click  here  to  enter  text.       6.  Method  of  ensuring  appropriate  analgesia  during  paralysis:            Click  here  to  enter  text.     D.    Blood  or  Body  Fluid  Collection     1.  Please  fill  out  appropriate  sections  of  the  chart  below:               Location  on   animal     Needle/cathete r  size   Volume   collected   Frequency  of   procedure     Time  interval   between   collections   Blood  Collection   Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   Body  Fluid   Collection    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   Other    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.     E.  Injections,  Gavage,  &  Other  Substance  Administration   1.  Please  fill  out  appropriate  sections  of  the  chart  below:       Compound   Location  &   Route  of   admin   Needle/catheter/gava ge  size   Max   volume   admin   Freq  of   admin  (ie   two  times   per  day)   Number   of  days   admin   (ie  for  5   days)   Max   dosage s   (mg/kg )   Injection /       Infusion     Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Gavage   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Other   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.     257   3. Pharmaceutical grade drugs, biologics, reagents, and compounds are defined as agents approved by the Food and Drug Administration (FDA) or for which a chemical purity standard has been written/established by any recognized pharmacopeia such as USP, NF, BP, etc. These standards are used by manufacturers to help ensure that the products are of the appropriate chemical purity and quality, in the appropriate solution or compound, to ensure stability, safety, and efficacy. For all injections and infusions for CLINICAL USE, PHARMACEUTICAL GRADE compounds must be used whenever possible. Pharmaceutical grade injections and infusions for research test articles are preferred when available. If pharmaceutical grade compounds are not available and non- pharmaceutical grade agents must be used, then the following information is necessary: a. Please provide a scientific justification for the use of ALL non- pharmaceutical grade compounds. This may include pharmaceutical-grade compound(s) that are not available in the appropriate concentration or formulation, or the appropriate vehicle control is unavailable. b. Indicate the method of preparation, addressing items such as purity, sterility, pH, osmolality, pyrogenicity, adverse reactions, etc. (please refer to ECU IACUC guidelines for non- pharmaceutical grade compound use), labeling (i.e. preparation and use-by dates), administration and storage of each formulation that maintains stability and quality/sterility of the compound(s). Click  here  to  enter  text.       F.    Prolonged  restraint  with  mechanical  devices   Prolonged  restraint  in  this  context  means  beyond  routine  care  and   use  procedures  for  rodent  and  rabbit  restrainers,  and  large  animal   stocks.    Prolonged  restraint  also  includes  any  use  of  slings,  tethers,   metabolic  crates,  inhalation  chambers,  primate  chairs  and   radiation  exposure  restraint  devices.     1.    For  what  procedure(s):              Click  here  to  enter  text.   2.    Explain  why  non-­‐restraint  alternatives  cannot  be  utilized:               258   Click  here  to  enter  text.   3.    Restraint  device(s):            Click  here  to  enter  text.       4.    Duration  of  restraint:            Click  here  to  enter  text.   5.    Frequency  of  observations  during  restraint/person   responsible:              Click  here  to  enter  text.                6.  Frequency  and  total  number  of  restraints:        Click  here  to  enter  text.   7.    Conditioning  procedures:              Click  here  to  enter  text.              8.    Steps  to  assure  comfort  and  well-­‐being:              Click  here  to  enter  text.   9.  Describe  potential  adverse  effects  of  prolonged  restraint  and   provide  humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely   euthanizing  or  otherwise  removing  from  study):              Click  here  to  enter  text.     G.  Tumor  Studies,  Disease  Models,  Toxicity  Testing,   Vaccine  Studies,  Trauma  Studies,  Pain  Studies,  Organ  or   System  Failure  Studies,  Shock  Models,  etc.     1.      Describe  methodology:            Click  here  to  enter  text.   2.      Expected  model  and/or  clinical/pathological  manifestations:            Click  here  to  enter  text.   3.      Signs  of  pain/discomfort:              Click  here  to  enter  text.   4.      Frequency  of  observations:            Click  here  to  enter  text.   5.      Describe  potential  adverse  side  effects  of  procedures  and   provide  humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely   euthanizing  or  otherwise  removing  from  study):              Click  here  to  enter  text.     H.  Treadmills/Swimming/Forced  Exercise   1.  Describe  aversive  stimulus  (if  used):            Click  here  to  enter  text.   2.    Conditioning:             259   Click  here  to  enter  text.   3.  Safeguards  to  protect  animal:          Click  here  to  enter  text.   4.  Duration:        Click  here  to  enter  text.   5.  Frequency:          Click  here  to  enter  text.                6.  Total  number  of  sessions:            Click  here  to  enter  text.   7.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):          Click  here  to  enter  text.     I.  Projects  Involving  Food  and  Water  Regulation  or  Dietary   Manipulation   (Routine  pre-­‐surgical  fasting  not  relevant  for  this  section)   1.  Food  Regulation   a. Amount regulated and rationale: Click here to enter text. b.  Frequency  and  duration  of  regulation  (hours  for  short   term/weeks  or  months  for  long  term):            Click  here  to  enter  text.   c.  Frequency  of  observation/parameters  documented  (i.e.   recording  body  weight,  body  condition,  etc.):            Click  here  to  enter  text.   d.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and   provide  humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely   euthanizing  or  otherwise  removing  from  study):            Click  here  to  enter  text.     2.  Fluid  Regulation   a.  Amount  regulated  and  rationale:              Click  here  to  enter  text.   b.  Frequency  and  duration  of  regulation  (hours  for  short   term/weeks  or  months  for  long  term):            Click  here  to  enter  text.   c.  Frequency  of  observation/parameters  documented   (body  weight,  hydration  status,  etc.):            Click  here  to  enter  text.   260   d.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and   provide  humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely   euthanizing  or  otherwise  removing  from  study):            Click  here  to  enter  text.     3.  Dietary  Manipulations   a. Compound supplemented/deleted and amount: Click here to enter text. b. Frequency and duration (hours for short term/week or month for long term): Click here to enter text. c.    Frequency  of  observation/parameters  documented:                Click  here  to  enter  text.   d.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and   provide  humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely   euthanizing  or  otherwise  removing  from  study):          Click  here  to  enter  text.       J.  Endoscopy,  Fluoroscopy,  X-­‐Ray,  Ultrasound,  MRI,  CT,   PET,  Other  Imaging       1.    Describe  animal  methodology:            Click  here  to  enter  text.   2.  Duration  of  procedure:                Click  here  to  enter  text.   3.  Frequency  of  observations  during  procedure:              Click  here  to  enter  text.   4.  Frequency/total  number  of  procedures:            Click  here  to  enter  text.   5.  Method  of  transport  to/from  procedure  area:          Click  here  to  enter  text.   6.  Describe  potential  adverse  side  effects  of  procedures  and   provide  humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely   euthanizing  or  otherwise  removing  from  study):              Click  here  to  enter  text.   7.    Please  provide  or  attach  appropriate   permissions/procedures  for  animal  use  on  human  equipment:              Click  here  to  enter  text.             261   K.    Polyclonal  Antibody  Production   1. Antigen/adjuvant used and justification for adjuvant choice: Click here to enter text. 2. Needle size: Click  here  to  enter  text.   3. Route of injection: Click  here  to  enter  text.   4. Site of injection: Click  here  to  enter  text.          5.  Volume  of  injection:                  Click  here  to  enter  text.   6.  Total  number  of  injection  sites:                Click  here  to  enter  text.   7.  Frequency  and  total  number  of  boosts:                  Click  here  to  enter  text.   8.  What  will  be  done  to  minimize  pain/distress:              Click  here  to  enter  text.   9.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):              Click  here  to  enter  text.   L.    Monoclonal  Antibody  Production   1.  Describe  methodology:                  Click  here  to  enter  text.   2.  Is  pristane  used:    Choose  an  item.          Volume  of  pristane:                  Click  here  to  enter  text.   3.    Will  ascites  be  generated:    Choose  an  item.   i. Criteria/signs that will dictate ascites harvest: Click  here  to  enter  text.        ii.          Size  of  needle  for  taps:                Click  here  to  enter  text.      iii.        Total  number  of  taps:          Click  here  to  enter  text.      iv.        How  will  animals  be  monitored/cared  for  following  taps:          Click  here  to  enter  text.   4.  What  will  be  done  to  minimize  pain/distress:          Click  here  to  enter  text.   5.    Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):               262   Click  here  to  enter  text.         M.  Temperature/Light/Environmental  Manipulations   1.    Describe  manipulation(s):                    Click  here  to  enter  text.   2.    Duration:              Click  here  to  enter  text.   3.    Intensity:                Click  here  to  enter  text.   4.    Frequency:            Click  here  to  enter  text.   5.  Frequency  of  observations/parameters  documented:          Click  here  to  enter  text.   6.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):            Click  here  to  enter  text.           N.  Behavioral  Studies       1. Describe methodology/test(s) used: Click  here  to  enter  text.   2. Will conditioning occur? If so, describe: Click  here  to  enter  text.   3.  If  aversive  stimulus  used,  frequency,  intensity  and  duration:                  Click  here  to  enter  text.   4.  Length  of  time  in  test  apparatus/test  situation:  (i.e.,  each  test   is  ~10  mins)        Click  here  to  enter  text.   5.  Frequency  of  testing  and  duration  of  study:  (i.e.,  5  tests/week   for  6  months)              Click  here  to  enter  text.   6.  Frequency  of  observation/monitoring  during  test:              Click  here  to  enter  text.   7.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):                    Click  here  to  enter  text.     O.  Capture  with  Mechanical  Devices/Traps/Nets   1. Description of capture device/method: 263   Small  mesh  gillnets  will  be  deployed  to  capture  individuals,  for  a  maximum  period  of  30  minutes.  The  first  set  will  be  just  after  dawn  and  will  continue  with  sets  throughout  the  day  until  early  afternoon.   2.  Maximum  time  animal  will  be  in  capture  device:                  30  minutes   3.  Frequency  of  checking  capture  device:                  Gillnets  will  be  retrieved  after  30  minutes.   4.  Methods  to  ensure  well-­‐being  of  animals  in  capture  device:                        Short  soak  times,  gentle  removal  from  gear  (commercial  fishermen  will  be  instructed  to  not  rip  sharks  out  of  or  from  gear).  Also,  retrieval  will  be  slow  due  to  fishing  processing,  which  will  allow  acclimation  to  depth.   5.  Methods  to  avoid  non-­‐target  species  capture:                    Short  soak  time  and  immediate  removal  from  gear  if  a  non-­‐target  animal  is  captured.   6.  Method  of  transport  to  laboratory/field  station/processing   site  and  duration  of  transport:                      Sharks  will  be  tagged  and  released  at  the  same  location.   7.  Methods  to  ensure  animal  well-­‐being  during  transport:                      Sharks  will  be  placed  in  holding  tanks  with  circulating  seawater  onboard  vessel  to  minimize  stress.  During  surgery,  sharks  will  have  seawater  flushed  over  the  gills   8.  Expected  mortality  rates:                        We  do  not  expect  any  short-­‐term  mortality  of  sharks   9.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):                    Surgically  implanted  animals  that  do  not  display  normal  swimming  activity  after  ½  hour  will  be  anesthetized,  euthanized,  and  held  on  ice  until  they  may  be  properly  disposed.  Sharks  will  be  anesthetized  with  1  g/L  MS-­‐222  and  then  euthanized  by  severing  the  spinal  cord     P.  Manipulation  of  Wild-­‐Caught  Animals  in  the  Field  or   Laboratory   1. Parameters to be measured/collected: Animals  selected  to  receive  surgery  will  be  anesthetized  using  tonic  immobility,  measured,  sexed,  subject  to  surgical  procedure,  observed  for  10  minutes  to  ½  hour,  tagged  with  an  external  tag  and  released  immediately   2. Approximate time required for data collection per animal: It  takes  approximately  2  minutes  to  measure  an  individual.  External  tagging  takes  2  minutes.  Surgery  takes  approximately  10-­‐15  minutes   All  animals  captured  in  the  gear  will  be  measured,  sexed,  and  observed  for  general  condition,  previous  tagging  efforts,  and  extreme  short-­‐term  mortality.     264   3. Method of restraint for data collection: A  surgical  table  with  foam  padding  will  be  used  to  cushion  the  sharks  and  minimize  patient  movement  or  movements  induced  by  the  pitch  and  roll  of  the  vessel.  An  assistant  will  help  in  holding  the  animal  up-­‐side  down  in  place.   4. Methods to ensure animal well-being during processing: Sharks  will  be  kept  in  holding  tanks  until  processing  and  have  water  flushed  over  the  gills  during  surgery   5. Disposition of animals post-processing: Sharks  will  be  allowed  to  recover  in  live  well  tanks  and  gently  returned  to  the  water   6.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):                        If  the  animal  does  not  recover  from  surgery  within  a  half  hour,  it  will  be  euthanized  by  anesthetizing  with  MS-­‐222  and  severing  the  spinal  cord     Q.  Wildlife  Telemetry/Other  Marking  Methods   1.  Describe  methodology  (including  description  of  device):              Sharks  that  are  surgically  implanted  with  compatible  size  tags  will  be  returned  to  the  water  after  a  successful  recovery  period  and  will  resume  normal  movement  behaviors.  Compatible  receivers  will  be  deployed  in  the  study  area,  and  we  will  receive  acoustic  detection  data  from  individuals  swimming  within  receivers  range.  External  Floy  tags  has  a  steel  core  and  a  barb  on  one  side,  designed  to  catch  within  the  muscle  tissue  of  the  shark.  The  tag  is  inserted  into  the  musculature  using  a    canula,  which  is  a  sharpened,  large  gauge  needle  into  which  the  tag  is  placed.  After  being  pushed  into  the  muscle  tissue,  the  canula  is  gently  slid  out,  the  barb  on  the  tag  lodges  into  the  muscle,  and  the  tag  is  left  behind.         2.  Will  telemetry  device/tags/etc.  be  removed?  Choose  an  item.    If   so,  describe:                        Tags  will  not  be  removed  unless  the  animal  does  not  survive  surgery.  If  this  is  the  case,  the  tag  will  be  reinitialized,  sterilized,  and  used  in  another  surgery.   3.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):                                  We  are  actively  advertising  this  study  via  a  website,  and  by  contacting  agencies  and  departments  that  may  encounter  our  tagged  sharks.  Sharks  are  easily  identifiable  as  a  study  animal  due  to  the  bright  external  tag  by  the  dorsal  fin,  and  the  surgical  scars  on  the  abdomen.  We  expect  both  recreational  and  commercial  fishermen  to  encounter  our  animals.  We  ask  that  sharks  bearing  our  tags  be  returned  to  the  water  to  allow  the  study  to  continue.  Sharks  captured  by  fishermen  will  likely  be  released,  due  to  measuring  less  than  regulated  size  limits.     265   R.  Other  Animal  Manipulations   1. Describe methodology: Click  here  to  enter  text.   2.    Describe  methods  to  ensure  animal  comfort  and  well-­‐being:                    Click  here  to  enter  text.   3.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):                        Click  here  to  enter  text.       S.  Surgical  Procedures   All  survival  surgical  procedures  must  be  done  aseptically,   regardless  of  species  or  location  of  surgery.    Adequate   records  describing  surgical  procedures,  anesthetic   monitoring  and  postoperative  care  must  be  maintained  for   all  species.     1.  Location  of  Surgery  (Building  &  Room  #):              Onboard  commercial  fishing  vessel     2.  Type  of  Surgery  (check  all  that  are  appropriate):                  Click  here  to  enter  text.      Non-­‐survival  surgery  (animals  euthanized  without  regaining   consciousness)    Major  survival  surgery  (major  surgery  penetrates  and   exposes  a  body  cavity  or  produces  substantial  impairment  of   physical  or  physiologic  function)      Minor  survival  surgery    Multiple  survival  surgery   If  yes,  provide  scientific  justification  for  multiple  survival   surgical  procedures:                Click  here  to  enter  text.     3.  Describe  the  pre-­‐op  preparation  of  the  animals:   a. Food restricted for Click here to enter text. hours b. Food restricted is not recommended for rodents and rabbits and must be justified: 266   Click  here  to  enter  text.   c.  Water  restricted  for  Click  here  to  enter  text.  hours   d.  Water  restriction  is  not  recommended  in  any  species  for   routine  pre-­‐op  prep  and  be  justified:                      Click  here  to  enter  text.                                                                                                                                                   4. Minimal sterile techniques will include (check all that apply): Please refer to DCM Guidelines for Aseptic Surgery for specific information on what is required for each species and type of surgery (survival vs. non-survival). Sterile instruments How will instruments be sterilized? Instruments will be autoclaved by surgery staff and stored in sterile packaging If serial surgeries are done, how will instruments be sterilized between surgeries: Instruments will be placed in Nolvasan disinfectant, a sterile wash, and then placed in a glass bead sterilizer. Each surgical pack will be sterilized between each surgery. One surgical assistant will be responsible for continuously sterilizing instruments via cold sterilization while the other provides assistance directly to the surgeon. Each surgical pack will be used 2 times a day.  Sterile  gloves    Mask    Cap    Sterile  gown    Sanitized  operating  area    Clipping  or  plucking  of  hair  or  feathers    Skin  preparation  with  a  sterilant  such  as  betadine    Practices  to  maintain  sterility  of  instruments  during   surgery    Non-­‐survival  (clean  gloves,  clean  instruments,  etc.)   5.      Describe  all  surgical  procedures:   a.  Skin  incision  size  and  site  on  the  animal:              Incision  will  be  approximately  1-­‐2  cm  long,  and  be  located  on  the  abdomen  2/3  of  the  way  between  the  pectoral  and  pelvic  fin.  The  incision  will  be  made  on  the  midline  of  the  shark  where  the  muscle  layers  are  thinnest   267   b.  Describe  surgery  in  detail  (include  size  of  implant  if   applicable):            The  sharks  will  be  placed  into  holding  tanks  that  will  have  fresh  seawater  pumped  in.  Surgeries  will  start  after  tonic  immobility  is  reached  (the  shark  has  stopped  reacting  to  stimuli  and  shows  minimal  outward  signs  of  stress).  Sharks  will  be  placed  onto  foam  padding  surgery  table.  Sea  water  will  be  continuously  flushed  over  gills.  The  incision  site  will  be  swabbed  with  a  Q  tip  soaked  on  Nolvasan  disinfectant.  A  small  incision  will  be  made  in  the  abdomen  at  roughly  2/3  of  the  distance  between  the  pectoral  fins  and  the  cloaca,  on  the  midline  of  the  sharks.  A  sterilized  transmitter  (36  mm  X  9  mm  X  2.9  g  in  water)  will  be  inserted  into  the  abdomen  and  gently  pushed  anterior  the  incision.  The  incision  will  be  closed  using  either  a  simple  continuous  or  simple  interrupted  surgical  suture  pattern.  The  shark  will  be  placed  into  a  recovery  tank  and  observed  for  up  to  ½  hour  prior  to  release.   c.  Method  of  wound  closure:                          Click  here  to  enter  text.   i.  Number  of  layers                      Click  here  to  enter  text.   ii. Type of wound closure and suture pattern: Simple continuous or simple interrupted suture pattern iii. Suture type/size/wound clips/tissue glue: 3-0 absorbable monofilament suture                                        iv.  Plan  for  removing  of  skin  sutures/wound  clip/etc:                  We  will  not  remove  the  sutures              6.    Anesthetic  Protocol:   a.  If  anesthesia/analgesia  must  be  withheld  for  scientific   reasons,  please  provide  compelling  scientific  justification  as   to  why  this  is  necessary:            lidocaine  provides  longer  residual  analgesia.          b.  Anesthesia/Analgesia  For  Surgical  Procedures       Agent   Dose  (mg/kg   or  %)   Volume   Route   Frequency   Number  of  days   administered   Pre-­‐ operative   analgesic    Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   Pre-­‐ anesthetic    Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   Anesthetic      Lidocaine      2  %    2  mL      Injection  block      Once    Click  here  to  enter  text.   268     c.  Methods  that  will  be  used  to  monitor  anesthetic  depth   (include  extra  measures  employed  when  paralyzing  agents   are  used):                Sharks  will  be  gently  held  up-­‐side  down  on  a  surgical  table  (with  fresh  circulating  seawater  flushed  over  the  gills).  Surgery  will  not  start  until  after  the  shark  ceases  to  move   d.  Methods  of  physiologic  support  during  anesthesia  and   immediate  post-­‐op  period  (fluids,  warming,  etc.):                Flushing  of  fresh  seawater  across  gills,  tonic  immersion,  recovery  in  fresh  seawater   e.  List  what  parameters  are  monitored  during  immediate   post-­‐op  period.    Provide  the  frequency  and  duration:                  10  -­‐30  minutes   f.  Describe  any  other  manipulations  that  will  be  used  to   alleviate  pain,  distress,  and/or  discomfort  during  the   immediate  post-­‐op  period  (soft  bedding,  long  sipper  tubes,   food  on  floor,  dough  diet,  etc.):                  We  will  ensure  that  gill  activity  continues  throughout  surgery   g.  List  criteria  used  to  determine  when  animals  are   adequately  recovered  from  anesthesia  and  when  the  animals   can  be  returned  to  their  home  environment:                        After  observed  swimming  normally  in  recovery  holding  tanks  for  a  period  of  10  minutes  or  longer       7.    Recovery  from  Surgical  Manipulations  (after  animal  regains   consciousness  and  is  returned  to  its  home  environment)            Click  here  to  enter  text.   a.  What  parameters  (behavior,  appetite,  mobility,  wound   healing,  etc.)  will  be  monitored:            Transmitters  pings  (impulses).  Rapid  changes  in  impulse  directionality,  provide  a  clue  of  animal  recovery  from  surgery   b.  How  frequently  (times  per  day)  will  animals  be  monitored:                    Sharks  will  be  checked  for  proper  transmitter  functioning  while  in  the  recovery  tank.  We  will  deploy  moored  receiver  that  will  track  sharks  movements  while  in  the  study  area.  Other  moored  receivers  are  located   Post-­‐ operative   Analgesic    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   Other    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   269   along  the  coast  and  will  also  track  the  sharks  as  they  migrate  between  North  Carolina  and  Canada   c.  How  long  post-­‐operatively  (days)  will  animals  be   monitored:                Up  to  3  years     8.      Surgical  Manipulations  Affecting  Animals     a.  Describe  any  signs  of  pain/discomfort/functional  deficits   resulting  from  the  surgical  procedure:                  Thrashing  during  surgery   b.  What  will  be  done  to  manage  any  signs  of  pain  or   discomfort  (include  pharmacologic  and  non-­‐pharmacologic   interventions):                      Surgery  procedures  will  cease  until  shark  stop  moving  (with  the  wound  held  shut  by  the  surgeon)   c.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and   provide  humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely   euthanizing  or  otherwise  removing  from  study):                Buoyancy/orientation  issues  may  occur  because  the  open  air  surgery  allows  air  into  the  body  cavity.  Therefore,  sharks  will  be  allowed  a  half  hour  recovery  time  with  assisted  swimming  (gently  grasping  the  caudal  peduncle  and  moving  the  animal  back  and  forth  in  the  water)  as  necessary.  If  the  animal  dies  or  shows  an  inability  to  recover  from  surgery  within  a  half  hour,  it  will  be  humanely  euthanized       V.  Euthanasia   Please  refer  to  the  AVMA  Guidelines  for  the  Euthanasia  of   Animals:  2013  Edition  and  DCM  Guidelines  to  determine   appropriate  euthanasia  methods.   A. Euthanasia Procedure. All investigators, even those conducting non-terminal studies, must complete this section in case euthanasia is required for humane reasons.   1.  Physical  Method-­‐  If  a  physical  method  is  used,  the  animal   should  be  first  sedated/anesthetized  with  CO₂  or  other   anesthetic  agent.    If  prior  sedation  is  not  possible,  a  scientific   justification  must  be  provided:      Sharks  will  be  dosed  with  buffered  MS-­‐222  (1  g/L)  and  then  the  spinal  cord  will  be  severed                       270   2.  Inhalant  Method-­‐  Choose  an  item.   (if  other,  describe  the  agent  and  delivery  method)                Click  here  to  enter  text.     3.  Non-­‐Inhalant  Pharmaceutical  Method  (injectables,  MS-­‐222,   etc.)-­‐  Please  provide  the  following:           a.  Agent:                    MS-­‐222   b.  Dose  or  concentration:                              1  g/L   c. Route: In holding tank water   B.  Method  of  ensuring  death  (can  be  physical  method,  such  as   pneumothorax  or  decapitation  for  small  species  and  assessment   method  such  as  auscultation  for  large  animals):            Freezer  flowing  euthanasia  will  be  used  as  a  means  to  confirm  death     C.  Describe  disposition  of  carcass  following  euthanasia:              Carcasses  will  be  returned  to  the  university  or  an  appropriate  lab  facility  for  examination,  dissection,  and  disposal.  They  will  be  transported  on  ice  in  coolers  until  reaching  a  facility  that  is  capable  of  disposing  the  remains.  Carcasses  will  be  placed  in  red  biohazard  bags  and  frozen  until  pick-­‐up.  Contents  of  biohazard  bags  are  incinerated.   271   I  acknowledge  that  humane  care  and  use  of  animals  in   research,  teaching  and  testing  is  of  paramount   importance,  and  agree  to  conduct  animal  studies  with   professionalism,  using  ethical  principles  of  sound  animal   stewardship.    I  further  acknowledge  that  I  will  perform   only  those  procedures  that  are  described  in  this  AUP  and   that  my  use  of  animals  must  conform  to  the  standards   described  in  the  Animal  Welfare  Act,  the  Public  Health   Service  Policy,  The  Guide  For  the  Care  and  Use  of   Laboratory  Animals,  the  Association  for  the  Assessment   and  Accreditation  of  Laboratory  Animal  Care,  and  East   Carolina  University.     Please  submit  the  completed  animal  use  protocol  form  via   e-­‐mail  attachment  to  iacuc@ecu.edu.    You  must  also   carbon  copy  your  Department  Chair.         PI  Signature:  ______________________________  Date:  ___________       Veterinarian:______________________________  Date:___________       IACUC  Chair:  _______________________________Date:__________                   272                                                                                    APPENDIX  1-­‐HAZARDOUS  AGENTS  Principal  Investigator:     Campus  Phone:     Home  Phone:    IACUC  Protocol  Number:     Department:     E-­‐Mail:    Secondary  Contact:  Department:     Campus  Phone:   Home  Phone:   E-­‐Mail:    Chemical  Agents  used:   Radioisotopes  used:   Biohazardous  Agents  used:     Animal  Biosafety  Level:   Infectious  to  humans?   PERSONAL  PROTECTIVE  EQUIPMENT  REQUIRED:  Route  of  Excretion:  Precautions  for  Handling  Live  or  Dead  Animals:   Animal  Disposal:   Bedding/Waste  Disposal:   Cage  Decontamination:   Additional  Precautions  to  Protect  Personnel,  Adjacent  Research  Projects  including  Animals  and  the  Environment:   Initial  Approval  Safety/Subject  Matter  Expert  Signature  &  Date    ______________________________________________         273   274   EAST  CAROLINA  UNIVERSITY   ANIMAL  USE  PROTOCOL  (AUP)  FORM   LATEST  REVISION  NOVEMBER,  2013     Project  Title:            Habitat  use  by  juvenile  coastal  sharks  in  Back  and  Core  Sounds       Principal  Investigator   Secondary  Contact   Name   Dr. Roger A. Rulifson   Charles W. Bangley   Dept.   Institute  for  Coastal  Science  and  Policy   Institute  for  Coastal  Science  and  Policy   Office  Ph   #   252-­‐328-­‐9400   252-­‐328-­‐9407   Cell  Ph  #   252-412-4411   401-829-0782   Pager  #   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Home  Ph   #   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Email   rulifsonr@ecu.edu   bangleyc09@students.ecu.edu       For  IACUC  Use  Only  AUP  #        New/Renewal        Full  Review/Date   DR/Date      Approval  Date        Study  Type        Pain/Distress  Category        Surgery   Survival   Multiple    Prolonged  Restraint        Food/Fluid  Regulation        Other        Hazard  Approval/Dates   Rad   IBC   EHS  OHP  Enrollment        Mandatory  Training          Amendments  Approved                       275   II. Personnel D. Principal Investigator(s): Roger  A.  Rulifson   E. Department(s): Institute  for  Coastal  Science  and  Policy   F. List all personnel (PI’s, co-investigators, technicians, students) that will be working with live animals and describe their qualifications and experience with these specific procedures. If people are to be trained, indicate by whom: Name/Degree/Cert ification   Position/Role(s)/   Responsibilities  in  this   Project   Required   Online   IACUC   Training   (Yes/No)   Relevant  Animal   Experience/Training  (include   species,  procedures,  number   of  years,  etc.)    Roger  A.  Rulifson      PI,  administration      Yes      Senior  Scientist  –  Institute   for  Coastal  Science  and  Policy   Professor  –  Department  of   Biology   Online  Training  Course   (2013)      Charles  W.  Bangley      Investigator,  animal  capture,   conducting  field  and   laboratory  procedures      Yes    Online  Training  Course   (2010,  2013)   Animal  Handling  (2010,   2013)   Animal  Survival  Surgery   (2011)   PhD  student  –  Coastal   Resource  Management   M.S.  –  Biology  –  East  Carolina   University   B.S.  –  Marine  Biology  –   University  of  Rhode  Island   Fisheries  science  experience   –  trawl,  gillnet,  longline,  and   beach  seine  surveys,  species   identification  and  live  release   techniques,  assistance  with   surgical  implantation  of   acoustic  receivers  –  spiny   dogfish,  smooth  dogfish,   sandbar  shark,  dusky  shark,   276   II.  Regulatory  Compliance   B. Non-Technical Summary Using  language  a  non-­‐scientist  would  understand,  please  provide  a   clear,  concise,  and  sequential  description  of  animal  use.     Additionally,  explain  the  overall  study  objectives  and  benefits  of   proposed  research  or  teaching  activity  to  the  advancement  of   knowledge,  human  or  animal  health,  or  good  of  society.    (More   detailed  procedures  are  requested  later  in  the  AUP.)   Do  not  cut  and  paste  the  grant  abstract.                    Back  and  Core  Sounds,  NC,  are  potentially  contains  important  nursery  habitat  for  coastal  sharks,  and  contain  a  wide  variety  of  microhabitat  such  as  oyster  reefs,  sand  flats,  and  seagrass  beds.    To  determine  which  areas  of  the  sounds  are  used  by  coastal  sharks,  a  combination  of  fishery-­‐independent  survey  techniques  and  passive  acoustic  telemetry  will  be  used.    Sharks  will  be  captured  by  rod  and  reel,  drumline,  gillnet,  and  longline  gear,  deployed  at  areas  adjacent  to  or  far  from  important  habitat  types  within  Back  and  Core  Sound.    Species,  length,  sex,  and  externally  visible  life  history  parameters  will  be  recorded  for  all  captured  sharks.    Stomach  contents  will  be  collected  non-­‐lethally  using  gastric  lavage  from  no  more  than  10  sharks  of  each  species  at  each  station.    Select  sharks  in  good  condition  will  be  chosen  for  acoustic  telemetry  analysis.    Acoustic  transmitters  will  be  surgically  implanted  in  the  body  cavity  of  the  chosen  sharks,  and  receivers  will  be  deployed  at  locations  within  different  habitat  types.    Sampling  will  occur  2-­‐3  times  per  month  from  March-­‐November,  and  acoustic  receivers  will  be  maintained  from  July-­‐ Atlantic  sharpnose  shark    Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.    Choose  an  item.    Click  here  to  enter  text.  Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.    Choose  an  item.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Choose  an  item.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Choose  an  item.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Choose  an  item.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Choose  an  item.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Choose  an  item.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Choose  an  item.    Click  here  to  enter  text.   277   November.    Relative  catch  rates  and  acoustic  detections  will  be  used  to  determine  which  habitat  types  are  used  most  often,  and  stomach  contents  will  be  compared  with  prey  species  available  in  each  habitat  type.     B.  Ethics  and  Animal  Use     B.1.  Duplication   Does  this  study  duplicate  existing  research?    Yes.   If  yes,  why  is  it  necessary?  (note:  teaching  by  definition  is   duplicative)            Juvenile  shark  surveys  are  conducted  regularly  in  Virginia  and  South  Carolina  waters.    Juvenile  sharks  are  also  documented  in  NCDMF  longline  and  gillnet  surveys  in  Pamlico  Sound.    However,  no  survey  specifically  targeting  coastal  sharks  has  been  conducted  in  Back  and  Core  Sounds,  and  no  nearby  shark  surveys  incorporate  stomach  content  analysis  or  acoustic  telemetry  to  assess  habitat  selectivity.       B.2.  Alternatives  to  the  Use  of  Live  Animals       Are  there  less  invasive  procedures,  other  less  sentient  species,   isolated  organ  preparation,  cell  or  tissue  culture,  or  computer   simulation  that  can  be  used  in  place  of  the  live  vertebrate  species   proposed  here?        No.   If  yes,  please  explain  why  you  cannot  use  these  alternatives.          Click  here  to  enter  text.     B.3.  Consideration  of  Alternatives  to  Painful/Distressful   Procedures            a.  Include  a  literature  search  to  ensure  that   alternatives  to  all  procedures  that  may  cause  more  than   momentary  or  slight  pain  or  distress  to  the  animals   have  been  considered.     1.  Please  list  all  of  the  potentially  painful  or  distressful   procedures  in  the  protocol:      Capture,  stomach  content  collection,  acoustic  transmitter  deployment.     2.  For  the  procedures  listed  above,  provide  the  following   information  (please  do  not  submit  search  results  but  retain   them  for  your  records):   Date  Search  was  performed:   02/25/14   278        3.  In  a  few  sentences,  please  provide  a  brief  narrative  indicating   the  results  of  the  search(es)  to  determine  the  availability  of   alternatives  and  explain  why  these  alternatives  were  not   chosen.  Also,  please  address  the  3  Rs  of  refinement,  reduction,   and  replacement  in  your  response.  Refinement  refers  to   modification  of  husbandry  or  experimental  procedures  to   enhance  animal  well-­‐being  and  minimize  or  eliminate  pain  and   distress.  Replacement  refers  to  absolute  (i.e.  replacing  animals   with  an  inanimate  system)  or  relative  (i.e.  using  less  sentient   species)  replacement.  Reduction  involves  strategies  such  as   experimental  design  analysis,  application  of  newer   technologies,  use  of  appropriate  statistical  methods,  etc.,  to  use   the  fewest  animals  or  maximize  information  without  increasing   animal  pain  or  distress.     Survival  rate  of  sharks  captured  in  commercial  fishing  and  scientific  sampling  gear  varies  by  species,  but  generally  is  minimized  by  limiting  soak  time  (Morgan  and  Carlson  2010).    In  order  to  balance  soak  time  necessary  to  adequately  sample  the  site  and  shark  survival,  our  sets  will  be  limited  to  soak  times  of  30  minutes  (gillnet  and  longline)  or  1  hour  (drumline),  which  allow  for  high  survival  in  nearly  all  sampled  species  (Morgan  and  Carlson  2010).    In  sharks,  physiological  stress  response  increases  with  fight  time  (Skomal  and  Bernal  2010),  so  efforts  will  be  made  to  minimize  fight  time  in  hook  and  line  sets.    Stomach  tube  gastric  lavage  is  non-­‐lethal  and  effective,  consistently  recovering  over  90%  of  stomach  contents  with  a  100%  survival  rate  for  spiny  dogfish  sharks  (Bangley  et  al.  2013,  Bangley  and  Rulifson  In  Review).    This  method  will  be  used  to  collect  stomach  content  data  without  sacrificing  the  animals.    For  stomach  content  analysis,  the  general  rule  is  “the  more  the  better,”  and  the  number  of  samples  necessary  to  adequately  describe  feeding  habits  can   Database(s)  searched:   Google  Scholar   Time  period  covered  by  the   search  (i.e.  1975-­‐2013):    1990-­‐2013     Search  strategy  (including   scientifically  relevant   terminology):   shark  longline  mortality,  shark  gillnet  mortality,  shark  capture  survivability,  shark  surgery,  fish  surgery,  acoustic  telemetry     Other  sources  consulted:   Conversations  with  researchers  familiar  with  coastal  shark  surveys,  experience  with  surgical  and  gastric  lavage  procedures  on  spiny  dogfish  and  coastal  sharks,  observations  made  while  assisting  with  shark  longline  and  gillnet  surveys,  ECU  IACUC  animal  survival  surgery  workshop   279   vary  both  by  the  study  area  and  species.    In  a  multispecies  study  of  adult-­‐sized  sharks  in  nearshore  Virginia  waters,  Gelscleichter  et  al.  (1999)  found  that  only  64  stomach  content  samples  were  needed  to  describe  the  diet  of  the  crustacean  specialist  smooth  dogfish,  but  153  samples  inadequately  described  the  diet  of  the  generalist  dusky  shark.    Dietary  breadth  is  usually  constrained  in  juvenile  sharks  by  both  their  smaller  size  and  activity  areas  relative  to  adults  (Grubbs  2010).    Because  of  this  we  should  require  fewer  samples  than  are  needed  for  adult  sharks  in  more  open  study  areas.    Most  traditional  mark-­‐recapture  studies  on  sharks  have  a  less  than  5%  recapture  rate,  requiring  the  capture  and  tagging  of  thousands  of  animals  in  order  to  gather  sufficient  data  (Kohler  and  Turner  2001).    Acoustic  telemetry  methods  require  the  capture  and  handling  of  far  fewer  individuals  and  provide  fine-­‐scale,  short-­‐term  data  that  is  lacking  in  mark-­‐recapture  studies,  with  the  added  benefit  of  multiple  redetections  for  individual  animals.    For  example,  our  previous  work  off  of  Hatteras  shows  a  redetection  rate  of  73%  with  only  15  sharks  tagged,  and  individuals  were  detected  multiple  times  over  the  course  of  9  months.    Heupel  and  Simpfendorfer  (2002)  tagged  92  sharks  over  the  course  of  three  years  in  a  semi-­‐enclosed  bay  and  attained  a  100%  detection  rate.    In  addition,  acoustic  detections  of  relatively  few  tagged  sharks  in  different  habitat  types  provide  better  data  on  habitat  preferences  than  relative  catch  rates  of  high  numbers  of  sharks  near  or  in  those  habitats  (Sims  2010).    In  fishes,  surgically  implanted  acoustic  transmitters  are  preferable  to  externally  mounted  transmitters  because  they  are  less  likely  to  interfere  with  swimming  behavior,  cause  infection,  or  be  shed  by  the  animal,  but  aseptic  techniques  must  be  used  to  minimize  infection  or  other  complications  from  the  surgery  (Mulcahy  2003).    In  sharks,  the  standard  practice  is  to  put  the  shark  in  a  state  of  tonic  immobility,  make  the  incision  and  insert  the  transmitter  anterior  to  the  pelvic  fins,  and  allow  the  shark  to  recover  in  flowing  seawater,  assessing  condition  before  release  (Heupel  and  Heuter  2001).    If  best  practices  are  followed,  mortality  from  surgical  procedures  is  very  low  even  for  species  susceptible  to  stress:  in  a  study  on  juvenile  blacktip  sharks  (Carcharhinus   limbatus),  only  five  of  92  sharks  surgically  implanted  with  acoustic  transmitters  died  within  24  hours  of  surgery,  and  two  of  these  were  a  result  of  immediate  post-­‐release  predation  (Heupel  and  Simpfendorfer  2002).    This  type  of  research  cannot  be  completed  with  a  non-­‐animal  model,  and  requires  working  with  specific  species.         C.  Hazardous  Agents   4. Protocol related hazards (chemical, biological, or radiological): Please indicate if any of the following are used in animals and the status of review/approval by the referenced committees: HAZARDS   Oversight   Committee   Status  (Approved,  Pending,   Submitted)/Date   AUP  Appendix  I   Completed?   Radioisotopes   Radiation   Click  here  to  enter  text.   Choose  an  item.   280         5. Incidental hazards Will  personnel  be  exposed  to  any  incidental  zoonotic  diseases  or   hazards  during  the  study  (field  studies,  primate  work,  etc)?    If   so,  please  identify  each  and  explain  steps  taken  to  mitigate  risk:              Dr  Rulifson  and  Charles  Bangley  have  each  had  extensive  boat  safety  and  hazards  training.  Dr  Rulifson  co-­‐taught  a  class  on  boating  safety  in  conjunction  with  the  NC  Coast  Guard  Auxiliary  for  several  years.    Charles  is  a  former  lifeguard  and  has  current  DAN  CPR  and  First  Aid  certifications,  as  well  as  MOCC  boat-­‐handling  certification.    All  participants  have  experience  working  aboard  large  and  small  research  vessels  in  all  types  of  weather,  and  are  familiar  with  the  hazards  associated  with  working  aboard  boats  in  inclement  conditions.    Suitable  personal  equipment  (life  jackets,  rain  gear,  float  coats,  insulated  work  boots,  mustang  survival  suits)  will  be  available  for  protection  against  marine  hazards.    The  potential  exists  to  encounter  hazardous  marine  life,  and  this  is  mitigated  by  the  use  of  protective  equipment  such  as  gloves  and  foul-­‐weather  gear.    All  participants  are  experienced  in  identifying  potentially  hazardous  marine  organisms.    Risk  of  injury  is  mitigated  through  protective  equipment  (gloves)   Ionizing  radiation   Radiation    Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   Infectious  agents  (bacteria,   viruses,  rickettsia,  prions,   etc.)   IBC    Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   Toxins  of  biological  origins   (venoms,  plant  toxins,  etc.)   IBC    Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   Transgenic,  Knock  In,  Knock   Out  Animals-­‐-­‐-­‐breeding,   cross  breeding  or  any  use   of  live  animals  or  tissues   IBC    Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   Human  tissues,  cells,  body   fluids,  cell  lines   IBC    Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   Viral/Plasmid   Vectors/Recombinant  DNA   or  recombinant  techniques   IBC    Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   Oncogenic/toxic/mutagenic   chemical  agents   EH&S   Click  here  to  enter  text.        Choose  an  item.   Nanoparticles   EH&S    Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   Cell  lines,  tissues  or  other   biological  products  injected   or  implanted  in  animals   DCM    Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   Other  agents        Click  here  to  enter  text.      Choose  an  item.   281   and  proper  handling.    The  sharks  will  be  anesthetized  and  inverted  to  induce  tonic  immobility,  reducing  panic  response  in  the  animals.    Exposure  to  parasitic,  viral,  or  bacterial  diseases  from  contact  with  marine  life  will  be  minimized  by  wearing  gloves  when  handling  sharks  and  washing  hands  after  contact.           III.  Animals  and  Housing     C. Species and strains: Principal  species  -­‐  Carcharhinus  limbatus,  C.  leucas,  S.  tiburo,  Rhizoprionodon   terraenovae,  Mustelus  canis   D. Weight, sex and/or age: Click  here  to  enter  text.              C.    Animal  numbers:   1.  Please  complete  the  following  table:     Total  number  of  animals  in   treatment   and  control  groups     Additional   animals   (Breeders,   substitute   animals)   Total  number   of  animals   used  for  this   project  50  individuals  total:  internal  tagging  performed  opportunistically  on  sharks  in  the  principal  species  group.    Stomach  contents  will  be  collected  from  a  maximum  of  10  individuals  per  station  with  a  goal  of  30  samples  for  each  principle  species  (at  least  150  individuals).         +10  (surgical  mortality  or  back-­‐up  animasl)   =210     2.  Justify  the  species  and  number  (use  statistical  justification  when   possible)  of  animals  requested:          The  principal  species  are  the  most  reliably  encountered,  ecologically  important,  and  economically  important  species  in  the  study  area,  and  cannot  be  replaced  by  other  species.  We  need  to  tag  a  sufficient  number  of  animals  to  provide  a  reliable  probability  of  detecting  the  animals  within  the  estuary.    Our  prior  research  off  of  Cape  Hatteras  shows  that  10-­‐15  sharks  per  species  should  be  sufficient  to  expect  a  redetection  of  70-­‐80%  of  tagged  sharks  in  an  open  coastal  environment.    Working  in  a  Florida  coastal  lagoon  that  shares  features  with  Back  Sound,  Heupel  and  Simpfendorfer  (2002)  tagged  18-­‐44  juvenile  blacktip  sharks  per  year  over  three  years  and  redetected  every  individual.    Usually,  a  high  number  of  stomach  content  samples  are  necessary  to  ensure  a  representative  sample  covering  the  breadth  of  the  diet.    The  exact  number  needed  can  vary,  with  relatively  fewer  needed  for   282   specialist  feeders  and  higher  numbers  needed  for  dietary  generalists.    Dietary  breadth  can  also  be  limited  by  the  geographic  constraints  of  the  study  area.    Cumulative  prey  curve  analysis  shows  64  samples  adequately  described  the  diet  of  a  specialist  shark  species  in  an  open  nearshore  study  area  (Gelsleichter  et  al.  1999).    Within  the  limited  geographic  range  of  this  study,  we  conservatively  estimate  that  30  stomach  content  samples  per  species  may  sufficiently  account  for  common  prey  species.       3.  Justify  the  number  and  use  of  any  additional  animals  needed  for   this  study:      Additional  animals  will  be  used  only  if  a  shark  fails  to  recover  from  surgery  within  a  half  hour.    A  survival  surgery  rate  of  100%  has  been  obtained  by  this  project  team  during  previous  and  on-­‐going  research  study  on  these  species.       a.  For  unforeseen  outcomes/complications:        While  survivorship  is  expected  to  be  high  and  all  tagged  sharks  have  been  released  alive,  there  is  always  the  possibility  of  mortality  during  surgery.    Five  extra  sharks  should  be  sufficient  to  account  for  this.   c. For refining techniques: Some  species  may  require  modifications  to  equipment  (i.e.  larger  surgical  needles).    Five  extra  sharks  should  allow  us  to  have  back-­‐up  animals  for  this  purpose.   c.  For  breeding  situations,  briefly  justify  breeding   configurations  and  offspring  expected:              Click  here  to  enter  text.   d.  Indicate  if  following  IACUC  tail  snip  guidelines:  Choose  an  item.        (if  no,  describe  and  justify)                Click  here  to  enter  text.   4.  Will  the  phenotype  of  mutant,  transgenic  or  knockout  animals   predispose  them  to  any  health,  behavioral,  physical   abnormalities,  or  cause  debilitating  effects  in  experimental   manipulations?    No.        (if  yes,  describe)            Click  here  to  enter  text.                5.    Are  there  any  deviations  from  standard  husbandry  practices?    Choose  an  item.      If  yes,  then  describe  conditions  and  justify  the   exceptions  to  standard  housing  (temperature,  light  cycles,   sterile  cages,  special  feed,  prolonged  weaning  times,  wire-­‐ bottom  cages,  etc.):              Click  here  to  enter  text.   6.    The  default  housing  method  for  social  species  is  pair  or  group   housing  (including  mice,  rats,  guinea  pigs,  rabbits,  dogs,  pigs,   283   monkeys).    Is  it  necessary  for  animals  to  be  singly  housed  at  any   time  during  the  study?  Choose  an  item.    (If  yes,  describe  housing  and  justify  the  need  to   singly  house  social  species):              Click  here  to  enter  text.   7.    Are  there  experimental  or  scientific  reasons  why  routine   environmental  enrichment  should  not  be  provided?    Choose  an  item.   (If  yes,  describe  and  justify  the  need  to  withhold  enrichment)          Click  here  to  enter  text.   8.    If  wild  animals  will  be  captured  or  used,  provide  permissions   (collection  permit  #  or  other  required  information):          Lab  and  field  activities  conducted  in  NC  are  supported  under  NC  DMF  permit  #  706671  (“Scientific  or  educational  collection  permit”)  which  is  renewed  annually  by  the  Department  of  Biology  at  ECU.   9.    List  all  laboratories  or  locations  outside  the  animal  facility   where  animals  will  be  used.    Note  that  animals  may  not  stay  in   areas  outside  the  animal  facilities  for  more  than  12  hours   without  prior  IACUC  approval.    For  field  studies,  list  location  of   work/study  site.              Sharks  will  be  captured,  stomach  contents  collected,  and  surgical  procedures  performed  aboard  small  (>24  feet  in  length)  research  vessels  on  Back  and  Core  Sounds  in  the  vicinity  of  Beaufort,  Davis,  and  Cedar  Island,  NC.       IV.  Animal  Procedures     B. Outline the Experimental Design including all treatment and control groups and the number of animals in each. Tables or flow charts are particularly useful to communicate your design. Briefly state surgical plans in this section. Surgical procedures can be described in detail in IV.S. Juvenile sharks will be captured using rod and reel, drumline, gillnet, and longlinge gear. Stomach contents will be collected from 10 individual sharks per station using stomach tube gastric lavage. During lavage procedures, a 20-50 mm diameter acrylic tube (tube diameter will depend on the mouth width of the shark) will be inserted into the stomach through the esophagus, and flushed with salt water until three consecutive flushes return no stomach contents. Sharks that have undergone gastric lavage will be supplied with salt water over their gills before release. Over the course of the study period, 50 select individuals in good condition will be tagged both with external Floy tags and internal acoustic tags. Stomach contents will not be collected from sharks chosen for acoustic telemetry. 284   Animals will be released approximately in the same location where captured. These animals will be tracked on acoustic receivers to be deployed within Back Sound from July-November 2014.   In  sections  IV.B-­‐IV.S  below,  please  respond  to  all  items   relating  to  your  proposed  animal  procedures.    If  a  section   does  not  apply  to  your  experimental  plans,  please  leave  it   blank.     Please  refer  to  DCM  and  IACUC  websites  for  relevant   guidelines  and  SOPs.     B.  Anesthesia/Analgesia/Tranquilization/Pain/Distress   Management  For  Procedures  Other  than  Surgery:     Adequate  records  describing  anesthetic  monitoring  and  recovery   must  be  maintained  for  all  species.   If  anesthesia/analgesia  must  be  withheld  for  scientific  reasons,   please  provide  compelling  scientific  justification  as  to  why  this  is   necessary:            Tonic  immobility  is  used  in  place  of  anesthesia/analgesia.    Tonic  immobility  can  be  induced  in  less  than  40  seconds  for  most  species  and  produces  a  deep  enough  response  to  allow  safe  handling  and  surgical  procedures  (Henningsen  1994).    It  is  also  preferable  to  anesthesia  because  sharks  recover  from  tonic  immobility  immediately  upon  being  righted  (Whitman  et  al.  1986).    MS-­‐222  can  have  a  half-­‐life  of  up  to  56  minutes  in  sharks,  during  which  the  shark  may  still  feel  the  effects  (Stenger  and  Maren  1974).    Also,  the  sharks  in  this  study  are  targeted  by  fisheries,  and  MS-­‐222  requires  at  least  a  21-­‐day  withdrawal  period  before  fish  subjected  to  it  can  be  safely  consumed  (Marking  and  Meyer  1985).    It  is  impossible  to  know  whether  the  released    sharks  will  be  captured  by  fisheries  and  how  long  after  release  this  may  occur,  so  the  only  way  to  verify  that  the  sharks  would  be  safe  for  human  consumption  would  be  to  keep  them  in  captivity  until  total  MS-­‐222  withdrawal  is  confirmed.       1.    Describe  the  pre-­‐procedural  preparation  of  the  animals:             c. Food restricted for Click here to enter text. hours d. Food restriction is not recommended for rodents and rabbits and must be justified: Click  here  to  enter  text.   285                c.  Water  restricted  for  Click  here  to  enter  text.  hours         d.  Water  restriction  is  not  recommended  in  any  species  for   routine  pre-­‐op        prep  and  must  be  justified:              Click  here  to  enter  text.     2.  Anesthesia/Analgesia  for  Procedures  Other  than  Surgery       Agent   Concentration   Dose   (mg/kg)   Max   Volume   Route   Frequenc y   Number  of   days   administere d   Pre-­‐ procedure   analgesic   Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   Pre-­‐ anesthetic    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   Anesthetic    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   Post   procedure   analgesic    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   Other    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.           3.  Reason  for  administering  agent(s):            Click  here  to  enter  text.   4.  For  which  procedure(s):                  Click  here  to  enter  text.   5.  Methods  for  monitoring  anesthetic  depth:      Click  here  to  enter  text.   6.  Methods  of  physiologic  support  during  anesthesia  and  recovery:            Click  here  to  enter  text.   7.  Duration  of  recovery:              Click  here  to  enter  text.   286   8.  Frequency  of  recovering  monitoring:            Click  here  to  enter  text.   9.  Specifically  what  will  be  monitored?          Click  here  to  enter  text.   10.  When  will  animals  be  returned  to  their  home  environment?            Click  here  to  enter  text.   11.  Describe  any  behavioral  or  husbandry  manipulations  that  will   be  used  to  alleviate  pain,  distress,  and/or  discomfort:            Click  here  to  enter  text.       C.    Use  of  Paralytics           1.  Will  paralyzing  drugs  be  used?    Choose  an  item   2.  For  what  purpose:            Click  here  to  enter  text.   3.  Please  provide  scientific  justification  for  paralytic  use:            Click  here  to  enter  text.   4.  Paralytic  drug:          Click  here  to  enter  text.   5.  Dose:            Click  here  to  enter  text.       6.  Method  of  ensuring  appropriate  analgesia  during  paralysis:            Click  here  to  enter  text.           D.    Blood  or  Body  Fluid  Collection     1.  Please  fill  out  appropriate  sections  of  the  chart  below:               Location  on   animal     Needle/cathete r  size   Volume   collected   Frequency  of   procedure     Time  interval   between   collections   Blood  Collection   Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   Body  Fluid   Collection    Stomach,   esophagus    Varies  by   shark,  20-­‐50   mm  diameter    Full  volume   of  stomach   contents  (0-­‐  Once.    N/A   287   0.5L)   Other    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.     E.  Injections,  Gavage,  &  Other  Substance  Administration   1.  Please  fill  out  appropriate  sections  of  the  chart  below:       Compound   Location  &   Route  of   admin   Needle/catheter/gava ge  size   Max   volume   admin   Freq  of   admin  (ie   two   times  per   day)   Number   of  days   admin   (ie  for  5   days)   Max   dosage s   (mg/kg )   Injection /       Infusion     Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Gavage   Salt  water   Stomach, esophagus   Varies by shark, 20- 50 mm diameter   Full  volume  of  stomach  contents  removed  (0-­‐0.5L),  up  to  three  flushes,  nothing  added   Once.   N/A   N/A   Other   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.     6. Pharmaceutical grade drugs, biologics, reagents, and compounds are defined as agents approved by the Food and Drug Administration (FDA) or for which a chemical purity standard has been written/established by any recognized pharmacopeia such as USP, NF, BP, etc. These standards are used by manufacturers to help ensure that the products are of the appropriate chemical purity and quality, in the appropriate solution or compound, to ensure stability, safety, and efficacy. For all injections and infusions for CLINICAL USE, PHARMACEUTICAL GRADE compounds must be used whenever possible. Pharmaceutical grade injections and infusions 288   for research test articles are preferred when available. If pharmaceutical grade compounds are not available and non- pharmaceutical grade agents must be used, then the following information is necessary: c. Please provide a scientific justification for the use of ALL non- pharmaceutical grade compounds. This may include pharmaceutical-grade compound(s) that are not available in the appropriate concentration or formulation, or the appropriate vehicle control is unavailable. d. Indicate the method of preparation, addressing items such as purity, sterility, pH, osmolality, pyrogenicity, adverse reactions, etc. (please refer to ECU IACUC guidelines for non- pharmaceutical grade compound use), labeling (i.e. preparation and use-by dates), administration and storage of each formulation that maintains stability and quality/sterility of the compound(s). Click  here  to  enter  text.       F.    Prolonged  restraint  with  mechanical  devices   Prolonged  restraint  in  this  context  means  beyond  routine  care  and   use  procedures  for  rodent  and  rabbit  restrainers,  and  large  animal   stocks.    Prolonged  restraint  also  includes  any  use  of  slings,  tethers,   metabolic  crates,  inhalation  chambers,  primate  chairs  and   radiation  exposure  restraint  devices.     1.    For  what  procedure(s):              Click  here  to  enter  text.   2.    Explain  why  non-­‐restraint  alternatives  cannot  be  utilized:              Click  here  to  enter  text.   3.    Restraint  device(s):            Click  here  to  enter  text.       4.    Duration  of  restraint:            Click  here  to  enter  text.   5.    Frequency  of  observations  during  restraint/person   responsible:              Click  here  to  enter  text.                6.  Frequency  and  total  number  of  restraints:        Click  here  to  enter  text.   7.    Conditioning  procedures:              Click  here  to  enter  text.   289              8.    Steps  to  assure  comfort  and  well-­‐being:              Click  here  to  enter  text.   9.  Describe  potential  adverse  effects  of  prolonged  restraint  and   provide  humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely   euthanizing  or  otherwise  removing  from  study):              Click  here  to  enter  text.     G.  Tumor  Studies,  Disease  Models,  Toxicity  Testing,   Vaccine  Studies,  Trauma  Studies,  Pain  Studies,  Organ  or   System  Failure  Studies,  Shock  Models,  etc.     1.      Describe  methodology:            Click  here  to  enter  text.   2.      Expected  model  and/or  clinical/pathological  manifestations:            Click  here  to  enter  text.   3.      Signs  of  pain/discomfort:              Click  here  to  enter  text.   4.      Frequency  of  observations:            Click  here  to  enter  text.   5.      Describe  potential  adverse  side  effects  of  procedures  and   provide  humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely   euthanizing  or  otherwise  removing  from  study):              Click  here  to  enter  text.     H.  Treadmills/Swimming/Forced  Exercise   1.  Describe  aversive  stimulus  (if  used):            Click  here  to  enter  text.   2.    Conditioning:            Click  here  to  enter  text.   3.  Safeguards  to  protect  animal:          Click  here  to  enter  text.   4.  Duration:        Click  here  to  enter  text.   5.  Frequency:          Click  here  to  enter  text.                6.  Total  number  of  sessions:            Click  here  to  enter  text.   7.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):           290   Click  here  to  enter  text.     I.  Projects  Involving  Food  and  Water  Regulation  or  Dietary   Manipulation   (Routine  pre-­‐surgical  fasting  not  relevant  for  this  section)   1.  Food  Regulation   b. Amount regulated and rationale: Click here to enter text. b.  Frequency  and  duration  of  regulation  (hours  for  short   term/weeks  or  months  for  long  term):            Click  here  to  enter  text.   c.  Frequency  of  observation/parameters  documented  (i.e.   recording  body  weight,  body  condition,  etc.):            Click  here  to  enter  text.   d.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and   provide  humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely   euthanizing  or  otherwise  removing  from  study):            Click  here  to  enter  text.     2.  Fluid  Regulation   a.  Amount  regulated  and  rationale:              Click  here  to  enter  text.   b.  Frequency  and  duration  of  regulation  (hours  for  short   term/weeks  or  months  for  long  term):            Click  here  to  enter  text.   c.  Frequency  of  observation/parameters  documented   (body  weight,  hydration  status,  etc.):            Click  here  to  enter  text.   d.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and   provide  humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely   euthanizing  or  otherwise  removing  from  study):            Click  here  to  enter  text.     3.  Dietary  Manipulations   c. Compound supplemented/deleted and amount: For sharks undergoing gastric lavage, the full volume of stomach contents will be removed. d. Frequency and duration (hours for short term/week or month for long term): Once per shark. 291   c.    Frequency  of  observation/parameters  documented:                Stomach  contents  will  be  collected  once,  then  sharks  will  be  released.    Sharks  that  are  not  moving  or  swimming  vigorously  immediately  prior  to  release  will  be  kept  in  holding  tank  and  observed  for  up  to  10  minutes.   d.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and   provide  humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely   euthanizing  or  otherwise  removing  from  study):          Lavage  procedures  are  expected  to  be  non-­‐lethal,  but  injury  and  adverse  affects  from  capture  stress  are  possible.    If  sharks  are  too  injured  or  unhealthy  for  release,  they  will  be  anesthetized  with  1  g/L  MS-­‐222  and  euthanized  by  severing  the  spinal  column.         J.  Endoscopy,  Fluoroscopy,  X-­‐Ray,  Ultrasound,  MRI,  CT,   PET,  Other  Imaging       1.    Describe  animal  methodology:            Click  here  to  enter  text.   2.  Duration  of  procedure:                Click  here  to  enter  text.   3.  Frequency  of  observations  during  procedure:              Click  here  to  enter  text.   4.  Frequency/total  number  of  procedures:            Click  here  to  enter  text.   5.  Method  of  transport  to/from  procedure  area:          Click  here  to  enter  text.   6.  Describe  potential  adverse  side  effects  of  procedures  and   provide  humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely   euthanizing  or  otherwise  removing  from  study):              Click  here  to  enter  text.   7.    Please  provide  or  attach  appropriate   permissions/procedures  for  animal  use  on  human  equipment:              Click  here  to  enter  text.             K.    Polyclonal  Antibody  Production   5. Antigen/adjuvant used and justification for adjuvant choice: Click here to enter text. 6. Needle size: Click  here  to  enter  text.   292   7. Route of injection: Click  here  to  enter  text.   8. Site of injection: Click  here  to  enter  text.          5.  Volume  of  injection:                  Click  here  to  enter  text.   6.  Total  number  of  injection  sites:                Click  here  to  enter  text.   7.  Frequency  and  total  number  of  boosts:                  Click  here  to  enter  text.   8.  What  will  be  done  to  minimize  pain/distress:              Click  here  to  enter  text.   9.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):              Click  here  to  enter  text.   L.    Monoclonal  Antibody  Production   1.  Describe  methodology:                  Click  here  to  enter  text.   2.  Is  pristane  used:    Choose  an  item.          Volume  of  pristane:                  Click  here  to  enter  text.   3.    Will  ascites  be  generated:    Choose  an  item.   ii. Criteria/signs that will dictate ascites harvest: Click  here  to  enter  text.        ii.          Size  of  needle  for  taps:                Click  here  to  enter  text.      iii.        Total  number  of  taps:          Click  here  to  enter  text.      iv.        How  will  animals  be  monitored/cared  for  following  taps:          Click  here  to  enter  text.   4.  What  will  be  done  to  minimize  pain/distress:          Click  here  to  enter  text.   5.    Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):              Click  here  to  enter  text.         M.  Temperature/Light/Environmental  Manipulations   1.    Describe  manipulation(s):                    Click  here  to  enter  text.   293   2.    Duration:              Click  here  to  enter  text.   3.    Intensity:                Click  here  to  enter  text.   4.    Frequency:            Click  here  to  enter  text.   5.  Frequency  of  observations/parameters  documented:          Click  here  to  enter  text.   6.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):            Click  here  to  enter  text.           N.  Behavioral  Studies       3. Describe methodology/test(s) used: Click  here  to  enter  text.   4. Will conditioning occur? If so, describe: Click  here  to  enter  text.   3.  If  aversive  stimulus  used,  frequency,  intensity  and  duration:                  Click  here  to  enter  text.   4.  Length  of  time  in  test  apparatus/test  situation:  (i.e.,  each  test   is  ~10  mins)        Click  here  to  enter  text.   5.  Frequency  of  testing  and  duration  of  study:  (i.e.,  5  tests/week   for  6  months)              Click  here  to  enter  text.   6.  Frequency  of  observation/monitoring  during  test:              Click  here  to  enter  text.   7.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):                    Click  here  to  enter  text.     O.  Capture  with  Mechanical  Devices/Traps/Nets   2. Description of capture device/method: Four  gear  types  will  be  used  to  capture  sharks.    Rod  and  reel  gear  will  have  terminal  tackle  consisting  of  a  2-­‐foot  wire  leader  and  size  8/0  circle  hook.    Drumlines  will  each  consist  of  a  40  lb  anchor  connected  to  a  swivel-­‐mounted  leader  consisting  of  100  feet  of  900  lb-­‐test  monofilament  line  and  a  size  12/0  circle  hook.    Gillnet  gear  will  be  50  yards  in  length  with  stretched  mesh  ranging   294   from  1-­‐5  inches.    Longline  gear  will  consist  of  a  300  yard  mainline  mounted  with  50  gangions,  which  will  be  made  up  of  3  feet  of  300  lb-­‐test  monofilament  line  and  a  size  10/0  circle  hook  connected  to  the  mainline  by  a  longline  clip  with  a  swivel.   2.  Maximum  time  animal  will  be  in  capture  device:                  Soak  times  will  be  limited  to  30  minutes  for  gillnet  and  longline  gear  and  1  hour  for  drumlines.    Rod  and  reel  gear  will  soak  until  the  hook  is  taken,  and  captured  sharks  will  be  brought  to  the  boat  as  quickly  as  possible.   3.  Frequency  of  checking  capture  device:                  Gear  will  be  checked  every  30  minutes  (gillnet  and  longline)  or  hour  (drumline).    Rod  and  reel  gear  will  be  constantly  monitored.   4.  Methods  to  ensure  well-­‐being  of  animals  in  capture  device:                        Short  soak  times  and  gentle  removal  from  gear.    Drumline  and  longline  gears  incorporate  swivel  mountings  to  allow  a  greater  range  of  motion  for  captured  sharks.   5.  Methods  to  avoid  non-­‐target  species  capture:                    Short  soak  time  and  immediate  removal  from  gear  if  a  non-­‐target  animal  is  captured.   6.  Method  of  transport  to  laboratory/field  station/processing   site  and  duration  of  transport:                      Sharks  will  be  captured  and  released  at  the  same  location.   7.  Methods  to  ensure  animal  well-­‐being  during  transport:                          During  surgery,  sharks  will  have  seawater  flushed  over  the  gills.   8.  Expected  mortality  rates:                        We  do  not  expect  any  short-­‐term  mortality  of  sharks.   9.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):                    Surgically  implanted  animals  that  do  not  display  normal  swimming  activity  after  ½  hour  will  be  anesthetized,  euthanized,  and  held  on  ice  until  they  may  be  properly  disposed.  Sharks  will  be  anesthetized  with  1  g/L  MS-­‐222  and  then  euthanized  by  severing  the  spinal  cord     P.  Manipulation  of  Wild-­‐Caught  Animals  in  the  Field  or   Laboratory   6. Parameters to be measured/collected: Species,  sex,  total  length,  fork  length,  and  externally  visible  signs  of  life  stage  (i.e.  umbilical  scarring,  pregnancy)  will  be  recorded  for  each  shark.   7. Approximate time required for data collection per animal: It  takes  approximately  2  minutes  to  measure  an  individual.  External  tagging  takes  2  minutes.  Surgery  takes  approximately  10-­‐15  minutes   8. Method of restraint for data collection: 295   A  surgical  table  with  foam  padding  will  be  used  to  cushion  the  sharks  and  minimize  patient  movement  or  movements  induced  by  the  pitch  and  roll  of  the  vessel.  An  assistant  will  help  in  holding  the  animal  up-­‐side  down  in  place.   9. Methods to ensure animal well-being during processing: Sharks  will  be  kept  in  holding  tanks  until  processing  and  have  water  flushed  over  the  gills  during  surgery.   10. Disposition of animals post-processing: Sharks  will  be  allowed  to  recover  in  live  well  tanks  and  gently  returned  to  the  water.       6.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):                        If  the  animal  does  not  recover  from  surgery  within  a  half  hour,  it  will  be  euthanized  by  anesthetizing  with  MS-­‐222  and  severing  the  spinal  cord     Q.  Wildlife  Telemetry/Other  Marking  Methods   1.  Describe  methodology  (including  description  of  device):              Sharks  that  are  surgically  implanted  with  compatible  size  tags  will  be  returned  to  the  water  after  a  successful  recovery  period  and  will  resume  normal  movement  behaviors.  Compatible  receivers  will  be  deployed  in  the  study  area,  and  we  will  receive  acoustic  detection  data  from  individuals  swimming  within  receivers  range.    External  Floy  tags  has  a  steel  core  and  a  barb  on  one  side,  designed  to  catch  within  the  muscle  tissue  of  the  shark.  The  tag  is  inserted  into  the  musculature  using  a    canula,  which  is  a  sharpened,  large  gauge  needle  into  which  the  tag  is  placed.  After  being  pushed  into  the  muscle  tissue,  the  canula  is  gently  slid  out,  the  barb  on  the  tag  lodges  into  the  muscle,  and  the  tag  is  left  behind.           2.  Will  telemetry  device/tags/etc.  be  removed?  No.    If  so,   describe:                        Tags  will  not  be  removed  unless  the  animal  does  not  survive  surgery.  If  this  is  the  case,  the  tag  will  be  reinitialized,  sterilized,  and  used  in  another  surgery.   3.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):                                  We  are  actively  advertising  this  study  via  a  website,  and  by  contacting  agencies  and  departments  that  may  encounter  our  tagged  sharks.  Sharks  are  easily  identifiable  as  a  study  animal  due  to  the  bright  external  tag  by  the  dorsal  fin,  and  the  surgical  scars  on  the  abdomen.  We  expect  both  recreational  and  commercial  fishermen  to  encounter  our  animals.  We  ask  that  sharks  bearing  our  tags  be  returned  to  the  water  to  allow  the  study  to  continue.  Sharks  captured  by  fishermen  will  likely  be  released,  due  to  measuring  less  than  regulated  size  limits.     296   R.  Other  Animal  Manipulations   2. Describe methodology: Click  here  to  enter  text.   2.    Describe  methods  to  ensure  animal  comfort  and  well-­‐being:                    Click  here  to  enter  text.   3.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and  provide   humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely  euthanizing  or   otherwise  removing  from  study):                        Click  here  to  enter  text.       S.  Surgical  Procedures   All  survival  surgical  procedures  must  be  done  aseptically,   regardless  of  species  or  location  of  surgery.    Adequate   records  describing  surgical  procedures,  anesthetic   monitoring  and  postoperative  care  must  be  maintained  for   all  species.     1.  Location  of  Surgery  (Building  &  Room  #):              Aboard  research  vessel.     2.  Type  of  Surgery  (check  all  that  are  appropriate):                  Click  here  to  enter  text.      Non-­‐survival  surgery  (animals  euthanized  without  regaining   consciousness)    Major  survival  surgery  (major  surgery  penetrates  and   exposes  a  body  cavity  or  produces  substantial  impairment  of   physical  or  physiologic  function)      Minor  survival  surgery    Multiple  survival  surgery   If  yes,  provide  scientific  justification  for  multiple  survival   surgical  procedures:                Click  here  to  enter  text.     3.  Describe  the  pre-­‐op  preparation  of  the  animals:   c. Food restricted for Click here to enter text. hours d. Food restricted is not recommended for rodents and rabbits and must be justified: 297   Click  here  to  enter  text.   c.  Water  restricted  for  Click  here  to  enter  text.  hours   d.  Water  restriction  is  not  recommended  in  any  species  for   routine  pre-­‐op  prep  and  be  justified:                      Click  here  to  enter  text.                                                                                                                                                   4. Minimal sterile techniques will include (check all that apply): Please refer to DCM Guidelines for Aseptic Surgery for specific information on what is required for each species and type of surgery (survival vs. non-survival). Sterile instruments How will instruments be sterilized? Instruments will be autoclaved by surgery staff and stored in sterile packaging. If serial surgeries are done, how will instruments be sterilized between surgeries: Instruments will be placed in a glass bead sterilizer. Each surgical pack will be sterilized between each surgery. One surgical assistant will be responsible for continuously sterilizing instruments while the other provides assistance directly to the surgeon. Each surgical pack will be used no more than 2 times a day.  Sterile  gloves    Mask    Cap    Sterile  gown    Sanitized  operating  area    Clipping  or  plucking  of  hair  or  feathers    Skin  preparation  with  a  sterilant  such  as  betadine    Practices  to  maintain  sterility  of  instruments  during   surgery    Non-­‐survival  (clean  gloves,  clean  instruments,  etc.)   5.      Describe  all  surgical  procedures:   a.  Skin  incision  size  and  site  on  the  animal:              Incision  will  be  approximately  1-­‐2  cm  long,  and  be  located  on  the  abdomen  2/3  of  the  way  between  the  pectoral  and  pelvic  fin.  The  incision  will  be  made  on  the  midline  of  the  shark  where  the  muscle  layers  are  thinnest.   b.  Describe  surgery  in  detail  (include  size  of  implant  if   applicable):             298   The  sharks  will  be  placed  into  holding  tanks  that  will  have  fresh  seawater  pumped  in.  Surgeries  will  start  after  tonic  immobility  is  reached  (the  shark  has  stopped  reacting  to  stimuli  and  shows  minimal  outward  signs  of  stress).  Sharks  will  be  placed  onto  foam  padding  surgery  table.  Sea  water  will  be  continuously  flushed  over  gills.  The  incision  site  will  be  swabbed  with  a  Q  tip  soaked  on  Nolvasan  disinfectant.  A  small  incision  will  be  made  in  the  abdomen  at  roughly  2/3  of  the  distance  between  the  pectoral  fins  and  the  cloaca,  on  the  midline  of  the  sharks.  A  sterilized  transmitter  (36  mm  X  9  mm  X  2.9  g  in  water)  will  be  inserted  into  the  abdomen  and  gently  pushed  anterior  the  incision.  The  incision  will  be  closed  using  either  a  simple  continuous  or  simple  interrupted  surgical  suture  pattern.  The  shark  will  be  placed  into  a  recovery  tank  and  observed  for  up  to  ½  hour  prior  to  release.   c.  Method  of  wound  closure:                          Sutures.   i.  Number  of  layers                      Click  here  to  enter  text.   ii. Type of wound closure and suture pattern: Simple continuous or simple interrupted suture pattern. iii. Suture type/size/wound clips/tissue glue: 3-0 absorbable monofilament suture.                                        iv.  Plan  for  removing  of  skin  sutures/wound  clip/etc:                  We  will  not  remove  the  sutures.              6.    Anesthetic  Protocol:   a.  If  anesthesia/analgesia  must  be  withheld  for  scientific   reasons,  please  provide  compelling  scientific  justification  as   to  why  this  is  necessary:            Click  here  to  enter  text.          b.  Anesthesia/Analgesia  For  Surgical  Procedures       Agent   Dose  (mg/kg   or  %)   Volume   Route   Frequency   Number  of  days   administered   Pre-­‐ operative   analgesic    Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   Pre-­‐ anesthetic    Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   Anesthetic        Lidocaine        2  %        2  mL        Injection  block        Once      Click  here  to  enter  text.   Post-­‐ operative    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter    Click  here  to  enter    Click  here  to  enter    Click  here  to  enter  text.   299     c.  Methods  that  will  be  used  to  monitor  anesthetic  depth   (include  extra  measures  employed  when  paralyzing  agents   are  used):                Sharks  will  be  gently  held  up-­‐side  down  on  a  surgical  table  (with  fresh  circulating  seawater  flushed  over  the  gills).  Surgery  will  not  start  until  after  the  shark  ceases  to  move.   d.  Methods  of  physiologic  support  during  anesthesia  and   immediate  post-­‐op  period  (fluids,  warming,  etc.):                Flushing  of  fresh  seawater  across  gills,  tonic  immersion,  recovery  in  fresh  seawater.   e.  List  what  parameters  are  monitored  during  immediate   post-­‐op  period.    Provide  the  frequency  and  duration:                  Responsiveness  after  being  turned  right-­‐side  up  or  placed  in  holding  tank.    5-­‐10  minutes.   f.  Describe  any  other  manipulations  that  will  be  used  to   alleviate  pain,  distress,  and/or  discomfort  during  the   immediate  post-­‐op  period  (soft  bedding,  long  sipper  tubes,   food  on  floor,  dough  diet,  etc.):                  We  will  ensure  that  gill  activity  continues  throughout  surgery.    A  lidocaine  block  will  be  given  at  the  beginning  of  surgical  procedures  to  provide  pain  relief  during  and  after  surgery.   g.  List  criteria  used  to  determine  when  animals  are   adequately  recovered  from  anesthesia  and  when  the  animals   can  be  returned  to  their  home  environment:                        After  observed  swimming  normally  in  recovery  holding  tanks  for  a  period  of  5  minutes  or  longer.       7.    Recovery  from  Surgical  Manipulations  (after  animal  regains   consciousness  and  is  returned  to  its  home  environment)            Click  here  to  enter  text.   a.  What  parameters  (behavior,  appetite,  mobility,  wound   healing,  etc.)  will  be  monitored:            Transmitters  pings  (impulses).  Rapid  changes  in  impulse  directionality,  provide  a  clue  of  animal  recovery  from  surgery.   b.  How  frequently  (times  per  day)  will  animals  be  monitored:                     Analgesic   text.   text.   text.   Other    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.    Click  here  to  enter  text.   300   Sharks  will  be  checked  for  proper  transmitter  functioning  while  in  the  recovery  tank.  We  will  deploy  moored  receivers  that  will  detect  sharks  in  the  study  area.  Other  moored  receivers  are  located  along  the  coast  and  will  also  track  the  sharks  as  they  migrate  out  of  the  study  area.   c.  How  long  post-­‐operatively  (days)  will  animals  be   monitored:                Up  to  3  years.     8.      Surgical  Manipulations  Affecting  Animals     a.  Describe  any  signs  of  pain/discomfort/functional  deficits   resulting  from  the  surgical  procedure:                  Thrashing  during  surgery.   b.  What  will  be  done  to  manage  any  signs  of  pain  or   discomfort  (include  pharmacologic  and  non-­‐pharmacologic   interventions):                      Surgery  procedures  will  cease  until  shark  stop  moving  (with  the  wound  held  shut  by  the  surgeon).   c.  Describe  potential  adverse  effects  of  procedures  and   provide  humane  endpoints  (criteria  for  either  humanely   euthanizing  or  otherwise  removing  from  study):                Buoyancy/orientation  issues  may  occur  because  the  open  air  surgery  allows  air  into  the  body  cavity.  Therefore,  sharks  will  be  allowed  a  10-­‐minute  recovery  time  with  assisted  swimming  (gently  grasping  the  caudal  peduncle  and  moving  the  animal  back  and  forth  in  the  water)  as  necessary.  If  the  animal  shows  an  inability  to  recover  from  surgery  within  a  half  hour,  it  will  be  humanely  euthanized.       V.  Euthanasia   Please  refer  to  the  AVMA  Guidelines  for  the  Euthanasia  of   Animals:  2013  Edition  and  DCM  Guidelines  to  determine   appropriate  euthanasia  methods.   B. Euthanasia Procedure. All investigators, even those conducting non-terminal studies, must complete this section in case euthanasia is required for humane reasons.   1.  Physical  Method-­‐  If  a  physical  method  is  used,  the  animal   should  be  first  sedated/anesthetized  with  CO₂  or  other   anesthetic  agent.    If  prior  sedation  is  not  possible,  a  scientific   justification  must  be  provided:       301   Sharks  will  be  dosed  with  buffered  MS-­‐222  (1  g/L)  and  then  the  spinal  cord  will  be  severed.                       2.  Inhalant  Method-­‐  Choose  an  item.   (if  other,  describe  the  agent  and  delivery  method)                Click  here  to  enter  text.     3.  Non-­‐Inhalant  Pharmaceutical  Method  (injectables,  MS-­‐222,   etc.)-­‐  Please  provide  the  following:           a.  Agent:                    MS-­‐222   b.  Dose  or  concentration:                              1  g/L   c. Route: In holding tank water.   B.  Method  of  ensuring  death  (can  be  physical  method,  such  as   pneumothorax  or  decapitation  for  small  species  and  assessment   method  such  as  auscultation  for  large  animals):            Freezing  flowing  euthanasia  will  be  used  as  a  means  to  confirm  death.     C.  Describe  disposition  of  carcass  following  euthanasia:              Carcasses  will  be  returned  to  the  university  or  an  appropriate  lab  facility  for  examination,  dissection,  and  disposal.  They  will  be  transported  on  ice  in  coolers  until  reaching  a  facility  that  is  capable  of  disposing  the  remains.  Carcasses  will  be  placed  in  red  biohazard  bags  and  frozen  until  pick-­‐up.  Contents  of  biohazard  bags  are  incinerated.     302   I  acknowledge  that  humane  care  and  use  of  animals  in   research,  teaching  and  testing  is  of  paramount   importance,  and  agree  to  conduct  animal  studies  with   professionalism,  using  ethical  principles  of  sound  animal   stewardship.    I  further  acknowledge  that  I  will  perform   only  those  procedures  that  are  described  in  this  AUP  and   that  my  use  of  animals  must  conform  to  the  standards   described  in  the  Animal  Welfare  Act,  the  Public  Health   Service  Policy,  The  Guide  For  the  Care  and  Use  of   Laboratory  Animals,  the  Association  for  the  Assessment   and  Accreditation  of  Laboratory  Animal  Care,  and  East   Carolina  University.     Please  submit  the  completed  animal  use  protocol  form  via   e-­‐mail  attachment  to  iacuc@ecu.edu.    You  must  also   carbon  copy  your  Department  Chair.         PI  Signature:  ______________________________  Date:  ___________       Veterinarian:______________________________  Date:___________       IACUC  Chair:  _______________________________Date:__________                   303                                                                                        APPENDIX  1-­‐HAZARDOUS  AGENTS  Principal  Investigator:     Campus  Phone:     Home  Phone:    IACUC  Protocol  Number:     Department:     E-­‐Mail:    Secondary  Contact:  Department:     Campus  Phone:   Home  Phone:   E-­‐Mail:    Chemical  Agents  used:   Radioisotopes  used:   Biohazardous  Agents  used:     Animal  Biosafety  Level:   Infectious  to  humans?   PERSONAL  PROTECTIVE  EQUIPMENT  REQUIRED:  Route  of  Excretion:  Precautions  for  Handling  Live  or  Dead  Animals:   Animal  Disposal:   Bedding/Waste  Disposal:   Cage  Decontamination:   Additional  Precautions  to  Protect  Personnel,  Adjacent  Research  Projects  including  Animals  and  the  Environment:   Initial  Approval  Safety/Subject  Matter  Expert  Signature  &  Date    ______________________________________________         304   305   East Carolina University Animal Use Protocol (AUP) Amendment Form Latest Revision, February 2014  Please  fill  out  completely  and  email  to  davenportp@ecu.edu  or  iacuc@ecu.edu       PROJECT  INFORMATION:  Please  list  AUP  Number  and  Title  Habitat  use  by  juvenile  coastal  sharks  in  Back  and  Core  Sounds     Principal  Investigator:  Roger  Rulifson     1.  What  is  the  purpose  or  rationale  for  the  protocol  amendment?    Briefly  explain  in  simple,  non-­‐technical  language  the  reason(s)  for  amending  the   project.  Blacknose  sharks  (Carcharhinus  acronotus)  have  proven  to  be  unexpectedly  common  in  the  study  area  and  are  a  species  of  interest  for  acoustic  tagging.    Genetic  sampling  procedures  for  bonnethead  sharks  are  added  as  part  of  a  collaboration  with  NC  Aquariums  and  NC  DMF.     2.  Will  different  people  use  the  animals  or  are  new  personnel  being  added  to  the   AUP?    Will  previously  approved  personnel  be  assuming  new  roles  or  responsibilities?    Choose  an  item.   If  so,  list  qualifications  and  training.      Click  here  to  enter  text.     3.  Have  protocol  related  hazards  (transgenic  animals,  infectious,  chemical  or  biologic   agents)  changed  with  this  amendment?      Choose  an  item.      If  so,  please  describe  the  hazard  and  the  oversight  committee  associated  with  this   hazard  (see  AUP  form  II.E.1).    If  any  hazardous  agents  have  changed  since  the  original   AUP,  please  fill  out  the  attached  Hazardous  Agents  Form  (Appendix  1).  Oversight   committee  approval  is  required  before  the  amendment  can  be  approved  by  IACUC.  Click  here  to  enter  text.       4.  Please  indicate  changes  to  the  animals  or  animal  numbers.     a.  Will  the  strain  or  sex  of  the  animals  change?        Choose  an  item.   If  so,  please  list  changes  (use  complete  strain  nomenclature  and  a  brief  description  of   the  line/strain  when  possible).       FOR IACUC USE ONLY AUP  #  Date  received:  Full  Review  and  date:                                    Designated  Reviewer  and  date:  Approval  date:  Pain  Category:    Amendments  approved:      Minor  Amendment:  Significant  Amendment:                                                                          If  so,  number?                       306   b.  Will  the  phenotype  of  mutant,  transgenic  or  knockout  animals  predispose  them  to   any  health,  behavioral,  physical  abnormalities,  or  cause  debilitation  effects  in   experimental  manipulations?  (if  yes,  describe)    Click  here  to  enter  text.       c.  Will  additional  animals  be  needed?    Choose  an  item.           If  so,  please  justify  the  increase  in  animal  numbers,  using  statistical  justification   whenever  possible.  Blacknose  sharks  have  proven  to  be  abundant  in  the  study  area  and  are  a  good  candidate  for  acoustic  tagging.    They  are  also  a  species  of  interest  to  NC  DMF  and  NMFS.    An  addition  of  30  individuals  of  this  species  provides  an  equivalent  sample  size  to  the  other  principle  species.                                                                                                                                                                                                         5.  Are  there  any  unusual  husbandry  and  environmental  conditions  required,   including  single  housing?  Social  housing  is  now  the  default  housing  for  social   species.    Choose  an  item.     If  yes,  then  describe  conditions  and  justify  the  exceptions  to  standard  housing.  (see       AUP  form  III.C.5-­‐7)  Click  here  to  enter  text.     6.  Will  there  be  new  non-­‐surgical  procedures  involving  the  animals?  Choose  an  item.   Please  describe  these  procedural  changes  with  the  same  level  of  detail  as  is  required   in  a  new  protocol  (see  AUP  form  IV.  B-­‐R).  Addition  of  or  changes  to  surgical   procedures  are  addressed  in  question  12.  Click  here  to  enter  text.     7.    Will  additional  sampling  of  body  fluids  or  tissues  collections  occur?    Choose  an  item.   Will  additional  administration  of  substances  occur?    Choose  an  item.   If  so,  please  fill  out  table(s)  below  and  address  non-­‐pharmaceutical  grade  substances   in  questions  ‘a’  and  ‘b’  below  the  table:     Blood  or  Body  Fluid  Collection           Location  on   animal     Needle/cathe ter  size   Volume   collected   Frequency  of   procedure     Time  interval   between  collections   Blood   Collection   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Body  Fluid   Collection   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Other   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.     Injections,  Gavage,  &  Other  Substance  Administration   307         Compound   Location  &   Route  of   admin   Needle/catheter/gav age  size   Max   volume   admin   Freq  of   admin  (i.e.   two  times   per  day)   Number   of  days   admin   (i.e.  for   5  days)   Max   dosages   (mg/kg)   Injection /       Infusion     Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Gavage   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Other   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.   Click  here  to  enter  text.     Pharmaceutical  grade  drugs,  biologics,  reagents,  and  compounds  are  defined  as   agents  approved  by  the  Food  and  Drug  Administration  (FDA)  or  for  which  a   chemical  purity  standard  has  been  written/established  by  any  recognized   pharmacopeia  such  as  USP,  NF,  BP,  etc.  These  standards  are  used  by   manufacturers  to  help  ensure  that  the  products  are  of  the  appropriate  chemical   purity  and  quality,  in  the  appropriate  solution  or  compound,  to  ensure  stability,   safety,  and  efficacy.  For  all  injections  and  infusions  for  CLINICAL  USE,   PHARMACEUTICAL  GRADE  compounds  must  be  used  whenever  possible.     Pharmaceutical  grade  injections  and  infusions  for  research  test  articles  are   preferred  when  available.  If  pharmaceutical  grade  compounds  are  not  available   and  non-­‐pharmaceutical  grade  agents  must  be  used,  then  the  following   information  is  necessary:     e. Please  provide  a  scientific  justification  for  the  use  of  ALL  non-­‐pharmaceutical   grade  compounds.  This  may  include  pharmaceutical-­‐grade  compound(s)  that   are  not  available  in  the  appropriate  concentration  or  formulation,  or  the   appropriate  vehicle  control  is  unavailable.     f. Indicate  the  method  of  preparation,  addressing  items  such  as  purity,  sterility,   pH,  osmolality,  pyrogenicity,  adverse  reactions,  etc.  (please  refer  to  ECU  IACUC   guidelines  for  non-­‐pharmaceutical  grade  compound  use),    labeling  (i.e.   preparation  and  use-­‐by  dates),  administration  and  storage  of  each   formulation  that  maintains  stability  and  quality/sterility  of  the  compound(s).  Click  here  to  enter  text.           308   8.  Are  animals  expected  to  experience  more  clinical  illness,  pain,  or  distress  as  a   result  of  the  procedures  proposed  in  this  amendment?  Choose  an  item.   If  yes,  please  complete  literature  search  for  alternatives  to  the  use  of  potentially   painful/distressful  procedures  (see  below).    Click  here  to  enter  text.     How  will  any  pain  or  distress  from  this  procedure  be  minimized?  Click  here  to  enter  text.              a.  Include  a  literature  search  to  ensure  that  alternatives  to  all  procedures  that   may  cause  more  than  momentary  or  slight  pain  or  distress  to  the  animals  have   been  considered.     1.  Please  list  all  of  the  potentially  painful  or  distressful  procedures  in  the   protocol:      Click  here  to  enter  text.   309     2.  For  the  procedures  listed  above,  provide  the  following  information  (please   do  not  submit  search  results  but  retain  them  for  your  records):        3.  In  a  few  sentences,  please  provide  a  brief  narrative  indicating  the  results  of  the   search(es)  to  determine  the  availability  of  alternatives  and  explain  why  these   alternatives  were  not  chosen.  Also,  please  address  the  3  Rs  of  refinement,   reduction,  and  replacement  in  your  response.  Refinement  refers  to  modification   of  husbandry  or  experimental  procedures  to  enhance  animal  well-­‐being  and   minimize  or  eliminate  pain  and  distress.  Replacement  refers  to  absolute  (i.e.   replacing  animals  with  an  inanimate  system)  or  relative  (i.e.  using  less  sentient   species)  replacement.  Reduction  involves  strategies  such  as  experimental  design   analysis,  application  of  newer  technologies,  use  of  appropriate  statistical   methods,  etc.,  to  use  the  fewest  animals  or  maximize  information  without   increasing  animal  pain  or  distress.     Click  here  to  enter  text.     9.  Will  there  be  addition  of  or  change  in  the  method  of  anesthesia,  analgesia,  or   euthanasia?  Choose  an  item.   If  so,  describe  in  detail  (see  AUP  form  IV.  B,  S,  and  V.).    Click  here  to  enter  text.       10.  Will  prolonged  restraint  of  conscious  animals  be  required?  Choose  an  item.    If  so,  describe  in  detail  (see  AUP  form  IV.  F).  Click  here  to  enter  text.     11.  Will  surgical  procedures  be  added  or  surgical  plans  from  the  original  protocol   change?  (major,  minor,  multiple  survival,  additional  procedures).    Choose  an  item.   If  so,  describe  in  detail  (see  AUP  form    IV.S).    Click  here  to  enter  text.         PI  Signature:  __________________________________   Date:_________________       Veterinarian:  ___________________________________  Date:_________________       IACUC  Chair:  __________________________________   Date:_________________   Date  Search  was  performed:   Click  here  to  enter  text.   Database(s)  searched:   Click  here  to  enter  text.   Time  period  covered  by  the  search  (i.e.   1975-­‐2013):   Click  here  to  enter  text.   Search  strategy  (including   scientifically  relevant  terminology):   Click  here  to  enter  text.   Other  sources  consulted:   Click  here  to  enter  text.   310       APPENDIX  1-­‐HAZARDOUS  AGENTS  Principal  Investigator:         Campus  Phone:       Home  Phone:      IACUC  Protocol  Number:     Department:     E-­‐Mail:    Secondary  Contact:    Department:     Campus  Phone:         Home  Phone:           E-­‐Mail:            Chemical  Agents  Used:     Radioisotopes  Used:    Biohazardous  Agents  Used:     Animal    Biosafety  Level:     Infectious  to    humans?       PERSONAL  PROTECTIVE  EQUIPMENT  REQUIRED:  Route  of  Excretion:   Precautions  for  Handling  Live  or  Dead  Animals:   Animal  Disposal:   Bedding/Waste  Disposal:   Cage  Decontamination:   Additional  Precautions  to  Protect  Personnel,  Adjacent  Research  Projects  including  Animals  and  the  Environment:   Initial  Approval  Safety/Subject  Matter  Expert  Signature  &  Date    ______________________________________________               311   312   Assessing  local  ecological  knowledge  of  coastal  shark  and  dogfish  movements  among  North  Carolina  commercial  fishers    Charles  Bangley  IRB  Protocol     Introduction     There  is  often  perceived  disagreement  between  the  observations  of  commercial  fishermen  and  the  fishery-­‐independent  ecological  surveys  that  inform  fisheries  management.    However,  trends  observed  by  fishers  often  agree  well  with  ecological  surveys,  and  these  observations  may  capture  recent  ecological  changes  more  readily  than  fishery-­‐independent  surveys  (Rochet  et  al.  2008).    Fishers  generally  spend  more  time  on  the  water  than  researchers,  and  the  observations  of  experienced  fishers  can  fill  gaps  in  fisheries  science  (Johannes  et  al.  2000).    Interviews  with  fishers  have  proven  effective  at  documenting  population  trends  in  even  long-­‐lived  species  such  as  sharks  and  marine  mammals  (Maynou  et  al.  2011).    Recently,  stringent  regulations  on  coastal  shark  and  dogfish  fisheries  have  provoked  outrage  from  commercial  fishermen  who  claim  that  these  species  are  abundant  to  the  point  of  being  pests.    The  goal  of  this  study  is  to  assess  the  ecological  knowledge  of  North  Carolina  commercial  fishers  with  regards  to  trends  in  abundance  and  habitat  preferences  of  coastal  and  dogfish  sharks  in  the  vicinity  of  Cape  Hatteras  and  the  Outer  Banks.    The  results  of  this  study  will  be  compared  with  trends  found  by  fishery-­‐independent  surveys  in  North  Carolina  waters,  and  will  be  used  to  inform  sampling  station  locations  for  future  coastal  shark  surveys.     Protocol     Information  on  coastal  shark  and  dogfish  presence  will  be  collected  through  open-­‐ended,  semi-­‐structured  interviews  with  5-­‐15  commercial  fishermen  from  the  communities  of  Hatteras  and  Wanchese.    Potential  participants  will  be  introduced  to  the  interviewer  by  Chris  Hickman,  a  fisherman  from  Hatteras  who  has  both  an  established  relationship  with  the  Rulifson  lab  and  familiarity  with  the  Outer  Banks  fishing  community.    Potential  participants  will  be  informed  of  the  goals  of  the  study  and  confidentiality  policies,  and  participation  in  interviews  will  be  totally  voluntary.     Interview  location  and  time  will  be  agreed  upon  between  the  interviewer  and  participant.    Total  interview  time  will  be  structured  to  take  approximately  one  hour.    The  interviews  will  consist  of  a  series  of  open-­‐ended  questions  consisting  of  three  sections.    All  participants  will  be  asked  questions  from  Section  1,  which  establishes  commercial  fishing  background  and  determines  whether  coastal  sharks  and/or  dogfish  are  targeted  directly.    If  not,  questions  will  be  drawn  from  Section  2,  which  concern  observations  made  while  encountering  sharks  during  normal  fishing  operation.    If  the  participant  is  involved  in  commercial  fisheries  for  sharks  or  dogfish,  then  questions  will  be  drawn  from  Section  3,  which  are  more  specific  to  species  commonly  targeted  by  the  fishery.    If  early  questions  indicate  that  any  particular  shark  species  is  either  encountered  or  targeted  more  often  than  others,  later  questions  will  be  tailored  to  gather  information  on  that  species.     313   Confidentiality     Before  choosing  whether  to  participate  in  interviews,  all  potential  participants  will  be  informed  about  the  goals  of  this  study  and  confidentiality  policies.    Interview  responses  will  be  recorded  by  hand.    Data  gathered  during  interviews  will  be  reported  anonymously  and  will  be  formatted  to  present  results  as  general  trends  rather  than  individual  responses  (i.e.  “25%  of  fishers  reported  blacktip  sharks  in  the  fall”).    All  questions  on  personal  background  concern  only  commercial  fishing,  and  any  information  that  may  potentially  reveal  a  participant’s  identity  will  be  omitted  from  reported  results.    Participants  will  be  allowed  to  decline  to  answer  any  questions  or  terminate  the  interview  at  any  time  if  they  are  uncomfortable  with  revealing  personal  information.     References    Johannes,  R.  E.,  M.  M.  R.  Freeman,  and  R.  J.  Hamilton.    2000.    Ignore  fishers’  knowledge  and  miss  the  boat.    Fish  and  Fisheries  1:  257-­‐271.    Maynou,  F.,  M.  Sbrana,  P.  Sartor,  C.  Maravelias,  S.  Kavadas,  D.  Damalas,  J.  E.  Cartes,  and  G.  Osio.    2011.    Estimating  trends  of  population  decline  in  long-­‐lived  marine  species  in  the  Mediterranean  Sea  based  on  fishers’  perceptions.    PLOS  One  6:  e21818.    Rochet,  M.  J.,  M.  Prigent,  J.  A.  Bertrand,  A.  Carpentier,  F.  Coppin,  J.  Delpech,  G.  Fontenelle,  E.  Foucher,  K.  Mahe,  E.  Rostiaux,  and  V.  M.  Trenkel.    2008.    Ecosystem  trends:  evidence  for  agreement  between  fishers’  perceptions  and  scientific  information.    ICES  Journal  of  Marine  Science  65:  1057-­‐1068.     314